Em formação

As bactérias crescem com glicose seca pura?


Eu acidentalmente toquei em glicose pura com minhas próprias mãos (dedos para ser mais específico), que foi planejada para cultura de células.

Estou preocupado que as bactérias da minha pele possam começar a crescer na glicose e contaminar minhas culturas de células animais.

Devo realmente me preocupar com isso e obter outro pacote de glicose para ele ou apenas continuar a alimentar as células com aquele?


Bactérias ou outros microrganismos não podem realmente crescer em glicose anidra (totalmente seca) porque precisam de água.

No entanto, eles podem permanecer lá e causar contaminação. Mesmo que você não tenha tocado na amostra de glicose, há muitas bactérias suspensas no ar e podem se estabelecer em seu pacote de glicose. Quando você tira a glicose para pesar, então também as bactérias que estão no ar, nas suas luvas, no papel que você usa para pesar, podem se fixar na amostra de glicose. Na verdade, qualquer substância (sais em PBS, água, etc.).

É por isso que antes de usar soluções em cultura de células, você deve esterilizá-las em autoclave ou filtração. As soluções de glicose não devem ser autoclavadas porque o calor queima a glicose. Você deve filtrá-los usando um filtro de 0,2 mícron. Todos os materiais a serem usados ​​para fins de cultura de células devem ser abertos apenas dentro da cobertura laminar.


Respostas e Respostas

Ok, aqui vai uma pergunta rápida (ou talvez não tão rápida). Eu estava fazendo café esta manhã e trouxe suprimentos para o trabalho, um dos quais é açúcar. O último saco de açúcar está quase acabando e está parado aqui há alguns meses, mas ainda está tão limpo e puro quanto no dia em que o trouxe.

Por que o açúcar não desenvolve mofo ou apodrece de alguma forma? Tenho de acreditar que existem micróbios no açúcar, os mesmos que se espalham por qualquer superfície ou flutuam no ar e pousam nos alimentos. Por que o açúcar não se deteriora?

Pergunta interessante. O açúcar refinado é sacarose quase pura (99%), que pode ser decomposta por mofo e fermento. Houve estudos de contaminação bacteriana:

E, aparentemente, o açúcar refinado é muito sensível ao bolor:

Meu palpite é que seu açúcar permaneceu seco o suficiente para que uma contaminação extensa não pudesse ocorrer.


Mel: sua ação antibacteriana no tratamento de gastroenterites

PIP: Os resultados de vários estudos recentes "in vitro" usando mel em soluções de reidratação oral (SRO) administradas a bebês e crianças com gastroenterite mostraram que o uso de mel causou uma redução na duração da diarreia bacteriana e funcionou bem como um substituir a glicose em uma solução de reidratação oral contendo eletrólitos. Estudos confirmaram que o mel encurta a duração da diarreia em pacientes com gastroenterite bacteriana por meio de suas propriedades antibacterianas. Na gastroenterite não bacteriana, o mel teve o mesmo efeito que a glicose na duração da diarreia. Em um estudo recente, o efeito antibacteriano do mel puro foi avaliado por meio de testes de crescimento de uma variedade de bactérias gram-positivas e gram-negativas em meios contendo concentrações variáveis ​​de mel. Verificou-se que a maioria das bactérias patogênicas não cresceu no mel a uma concentração de 40% e acima. Estudos semelhantes demonstraram que organismos como Staphylococcus aureua, Proteus mirabilis e Candida albicans não cresceram na presença de mel não diluído em experimentos in vitro. Em experimentos para avaliar a eficácia do mel na inibição do crescimento de várias bactérias, verificou-se que todas as bactérias cresceram bem em suas respectivas placas de controle com diferentes meios de crescimento, enquanto no ágar-mel todos os patógenos bacterianos intestinais falharam em crescer a uma concentração de 40% e acima de mel puro. Como o mel tem um alto teor de açúcar, ele poderia ser usado para promover a absorção de sódio e água pelo intestino de maneira semelhante ao uso de água de arroz oral e sacarose. Os resultados dos estudos com mel mostraram, portanto, que quando administrado com uma SRO, ele encurta a duração da diarreia bacteriana e pode ser usado com segurança como um substituto da glicose, desde que a solução contenha eletrólitos.


Leite como meio de crescimento

A fabricação de queijo depende do crescimento de bactérias para produzir acidez, compostos de sabor e enzimas de amadurecimento. É, portanto, importante compreender as características do leite como meio de crescimento.

Nutrientes Gerais

O leite é uma boa fonte de todos os principais nutrientes, incluindo carbono, nitrogênio e macrominerais. Muitos micronutrientes, como vitaminas e microminerais, também estão disponíveis. No entanto, o leite é único no que diz respeito ao seu açúcar.

Leite doce

Os carboidratos, especialmente os açúcares simples, como a sacarose (açúcar de mesa), podem ser utilizados como fontes de energia mais rapidamente do que as gorduras e proteínas. No entanto, a moeda de energia da célula é a glicose (também chamada de dextrose), portanto, para usar os carboidratos disponíveis, os microrganismos devem ser capazes de convertê-los em glicose.

O único açúcar naturalmente presente é o leite, é a lactose. A maioria dos microrganismos não possui a enzima lactase, necessária para quebrar a lactose em seus dois açúcares componentes, a saber, glicose e galactose. As bactérias do ácido láctico que possuem lactase quebram prontamente a lactose e usam a glicose como fonte de energia. As bactérias do ácido láctico, portanto, têm uma vantagem competitiva no leite, ou seja, são capazes de superar outras bactérias que são incapazes de obter glicose a partir da lactose. Além disso, algumas bactérias lácticas são capazes de converter galactose em glicose.

Acidez (pH)

A acidez medida pelo pH é um dos parâmetros mais críticos em relação à segurança alimentar e ao processo e controle de qualidade de alimentos fermentados, como o queijo. Os conceitos de acidez e pH são explicados nas Seções 3.5. A acidez titulável do leite normalmente varia de 0,12 a 0,19% de ácido lático, dependendo da composição, especialmente do teor de proteína. O pH do leite está próximo do pH fisiológico de 6,8 o que, considerando os pontos a seguir, significa que o leite é um bom meio de crescimento no que diz respeito à acidez (pH).

  • A maioria dos organismos cresce melhor em pH próximo ao pH fisiológico de 6,8. Conforme explicado na Seção 3.5, a acidez titulável (AT) não é um bom preditor dos efeitos do ácido no crescimento microbiano e nas propriedades químicas, como a funcionalidade da proteína.
  • Os principais grupos de microrganismos importantes para a preservação dos alimentos estão em ordem crescente de tolerância aos ácidos: bactérias, leveduras e bolores.
  • A fermentação natural do leite cru quente por bactérias do ácido láctico reduz o pH do leite para menos de 4,0, o que evita o crescimento de bactérias patogênicas e a maioria das bactérias deteriorantes

Umidade

O leite tem um alto teor de umidade (normalmente 87% para o leite de vaca) e, com relação à umidade disponível, é um excelente meio de crescimento. Mas, deve ser entendido que com relação ao crescimento microbiano, o parâmetro crítico é a atividade de água e não o teor de umidade. A atividade da água (aw) é um índice da disponibilidade de água para o crescimento microbiano. É a disponibilidade de água nos alimentos relatada como uma fração da disponibilidade de água pura. Em outras palavras, o aw da água é 1 e o aw das outras substâncias é relatado como frações decimais de 1. A atividade da água é reduzida pelas substâncias dissolvidas, variando diretamente com o número de moléculas dissolvidas e não com o peso. Por esse motivo, em relação às moléculas grandes, como as proteínas, as moléculas pequenas, como o açúcar e o sal, têm um grande efeito na atividade da água. Por exemplo, compotas são preservadas por seu alto teor de açúcar.

Os microrganismos variam muito em sua capacidade de sobreviver e / ou crescer com atividade de água reduzida. No entanto, reconhecendo que existem exceções, a atividade mínima de água para os principais grupos de microrganismos são as seguintes:

Compare esses valores com os valores típicos de aw para leite, queijo e alguns outros alimentos.

  • Leite, frutas e vegetais frescos, carnes frescas 60 - 98% de umidade, aw 0,97 - 1,00
  • A maioria dos produtos assados, alguns queijos, algumas carnes curadas, 20-60% de umidade, aw 0,88 - 0,96.
  • Alimentos desidratados, como cereais matinais. Menos de 5% de umidade, aw 0,20 - 0,30

Os valores típicos de aw para alguns queijos no estágio de comercialização são fornecidos abaixo (Eck e Gillis, 2000). Veja também os valores típicos de aw para famílias de queijo na Tabela 1.1.

  • Casa de Campo 0.988
  • Brie 0,980
  • Munster 0,977
  • Saint-Paulin 0,968
  • Edam 0,960
  • Cheddar 0,950
  • Parmesão 0,917

Disponibilidade de oxigênio

Com relação às necessidades de oxigênio, os microrganismos podem ser:

  • Aeróbico: deve ter oxigênio para crescer
  • Anaeróbico: só pode crescer na ausência de oxigênio
  • Microaerofílico: requer pequenas quantidades de oxigênio
  • Capaz de crescer com ou sem oxigênio.

Os moldes requerem oxigênio, portanto podem ser eliminados por embalagem a vácuo ou com descarga de gás. A maioria das leveduras é aeróbica (requer oxigênio), mas algumas podem crescer anaerobicamente (na ausência de oxigênio). As bactérias podem se enquadrar em qualquer uma dessas categorias, mas as bactérias do ácido láctico são micoaerofílicas ou anaeróbias.

O leite adquire algum oxigênio dissolvido durante a ordenha, armazenamento e manuseio, mas se esgota rapidamente durante o crescimento bacteriano.


Princípio

O teste oxidativo-fermentativo determina se certos bastonetes gram-negativos metabolizam glicose por fermentação ou respiração aeróbica (oxidativamente). Durante o processo anaeróbico de fermentação, o piruvato é convertido em uma variedade de ácidos mistos, dependendo do tipo de fermentação. A alta concentração de ácido produzida durante a fermentação irá transformar o indicador azul de bromotimol na mídia OF de verde para amarelo na presença ou ausência de oxigênio.

Certas bactérias gram-negativas não fermentadoras metabolizam a glicose usando respiração aeróbica e, portanto, produzem apenas uma pequena quantidade de ácidos fracos durante a glicólise e o ciclo de Krebs. A diminuição da quantidade de peptona e o aumento da quantidade de glicose facilita a detecção dos ácidos fracos assim produzidos. O tampão de fosfato dipotássico é adicionado para promover ainda mais a detecção de ácido.


As bactérias crescem com glicose seca pura? - Biologia

A técnica estéril é sempre uma questão relativa. Os cuidados necessários dependem da situação experimental, incluindo o meio de crescimento usado, as habilidades competitivas do organismo experimental, a duração do experimento e o uso pretendido da cultura. Para esses experimentos, o problema de contaminação mais sério é o mofo. Muitos bolores comuns crescem bem em meios de levedura e competem com eficácia, crescendo demais nas placas e obscurecendo as leveduras que conseguem crescer. As bactérias são menos problemáticas porque a maioria delas não se desenvolve bem nesses meios e, com um pouco de experiência, pode-se distingui-las facilmente das leveduras. Outras cepas de levedura podem ser contaminantes desastrosos se não forem detectadas. Em particular, um fermento vermelho que às vezes aparece pode ser muito confuso, mas se diferencia do nosso fermento vermelho porque não requer adenina.

Em contraste com os experimentos de curto prazo, no entanto, a mídia de esterilização deve ser bastante rigorosa porque o armazenamento permite bastante tempo para que até mesmo contaminantes de crescimento lento se desenvolvam. Concluímos por experiência própria que armazenar mídia no frio é, na verdade, contraproducente. Não impede a contaminação, mas retarda seu crescimento. Consequentemente, a contaminação pode não ser detectada até que as culturas sejam incubadas. É muito melhor armazenar a mídia em temperatura ambiente e detectar a contaminação antes de usá-la.

(1) Esterilização com calor úmido

O calor úmido fornecido por uma autoclave ou panela de pressão é uma maneira eficiente de esterilizar a maioria dos materiais. A uma pressão de 15 psi acima da pressão atmosférica, a água atinge uma temperatura de aproximadamente 121 ° C antes de ferver. A maioria dos materiais é efetivamente esterilizada por 15 minutos de exposição a essa temperatura. Se uma autoclave não estiver disponível, uma panela de pressão doméstica comum esterilizará efetivamente os suprimentos de mídia em pequenos lotes.

(2) Esterilização com calor seco

Materiais secos como vidro e metal podem ser esterilizados em um forno, mas isso requer temperatura mais alta (160 ° C) e tempo mais longo (pelo menos 2 horas) do que uma autoclave. Isso é mais prático para vidrarias quando um forno controlado por um cronômetro automático está disponível para que a esterilização e o resfriamento possam ocorrer durante a noite. O uso de utensílios de plástico descartáveis ​​e pré-esterilizados torna o forno menos importante.

A chama de um queimador de gás esteriliza efetivamente pequenos objetos de vidro ou metal, como loops de inoculação, mas deve-se evitar "fritar" o fermento pelo contato com objetos aquecidos em uma chama. Mergulhe os espalhadores de vidro em álcool e use a chama para acender o álcool. Coloque ferramentas de metal, como laços, na chama até que fiquem em brasa. Resfrie as ferramentas quentes tocando-as no ágar ou dentro de um tubo de vidro estéril. No entanto, como as chamas são perigosas, este método pode e deve ser evitado sempre que possível. Descobrimos que a chama só é realmente necessária para esterilizar as alças de inoculação e pequenos instrumentos. Não fomos capazes de demonstrar qualquer valor em inflamar as aberturas de tubos, garrafas ou frascos nesses experimentos.

(4) Esterilização com álcool

Em muitos procedimentos experimentais, a maneira mais eficaz de esterilizar objetos é com etanol. 95% ou 70% funcionarão. O último é realmente mais eficaz, mas o primeiro costuma ser mais conveniente. É claro que o álcool deve evaporar ou ser queimado antes que o objeto seja usado em contato com o fermento. Use uma chama para queimar o álcool, uma vela geralmente é mais barata e mais segura do que um queimador de gás. O álcool, mais do que o calor, faz a esterilização, então apenas "acenda" o álcool para minimizar o aquecimento e acelerar o processo. Além disso, limpe a bancada com álcool antes de iniciar um experimento para remover a poeira carregada de mofo, a fonte mais comum de contaminação. Se sua pele não for particularmente sensível, limpe as mãos também com uma pequena quantidade de álcool.

(5) Manter as coisas esterilizadas

As fontes mais comuns de contaminação durante um experimento são poeira, da bancada, do ar e das pessoas. Isso dita vários princípios óbvios:
1) Mantenha as coisas cobertas tanto quanto possível.
2) Não toque em nada que possa entrar em contato com a cultura e se tocar, esterilize novamente antes de usá-la.
3) Limpe a superfície ao redor do experimento com álcool e minimize a turbulência do ar.
4) Evite falar, cantar, assobiar, tossir ou espirrar na direção de coisas que deveriam ser esterilizadas. Cabelo comprido, se não for preso para trás, pode ser uma fonte de contaminação.
5) Mantenha uma área adequada para preparar, armazenar e usar meios estéreis. Infelizmente, plantas caseiras, animais e outros materiais como a mídia de Drosophila, comumente encontrada em salas de aula de biologia, são fontes abundantes de mofo e devem ser mantidos longe da área usada para procedimentos estéreis.

(6) Estude sua contaminação para evitá-la na próxima vez

Se algumas de suas placas de ágar ficarem contaminadas, muitas vezes você pode dizer, examinando a placa, como ocorreu a contaminação. Se os contaminantes estiverem embutidos no ágar, o contaminante provavelmente foi derramado com o meio. Se a contaminação estiver abaixo do ágar, pode ter estado no prato antes de ser derramado ou inserido quando a tampa foi aberta para despejar. Se a contaminação estiver no topo, ela pode ter entrado antes de a tampa ser fechada após o vazamento, durante a abertura da tampa para limpar a condensação ou enquanto a placa estava sendo inoculada.

(7) Adapte suas técnicas às suas necessidades

A técnica estéril apropriada é essencial para experimentos microbiológicos bem-sucedidos, mas precauções excessivas podem ser distrações sérias. Leveduras e bactérias exigem métodos diferentes de cultura de tecidos. A levedura cresce de forma robusta, ultrapassando o ritmo da maioria das coisas, exceto alguns fungos filamentosos (difusos) e algumas bactérias. Os experimentos podem ser contaminados e ainda não ser perdidos quando os alunos estão usando levedura porque o fermento crescerá bem o suficiente, apesar da contaminação, para que os resultados de um experimento possam ser lidos através do crescimento prejudicial. Portanto, tenha o máximo de cuidado ao preparar e despejar a mídia.

A maioria dos experimentos neste manual usa um ou dois dos seguintes tipos de mídia:
1) um meio nutricionalmente completo contendo uma quantidade subótima de adenina (YED),
2) um meio nutricionalmente completo contendo um excesso de adenina (YEAD),
3) um meio quimicamente definido sem adenina (MV),
4) um meio quimicamente definido com adenina (MV + Ade),
5) um meio de esporulação (YEKAC),
6) um meio usado para identificar pequenos mutantes (PETITE) e
7) um meio rico usado para armazenar cepas de levedura (YEPAD).

Usamos mídia preparada a partir de ingredientes disponíveis no mercado. O pequeno gasto extra com esses ingredientes é mais do que compensado por sua uniformidade e confiabilidade. A economia que pode ser obtida com o uso de ingredientes "feitos em casa" é menor do que se poderia esperar, porque ainda não encontramos um substituto para o ingrediente mais caro, o ágar. Embora fontes comuns, como vários tipos de sucos de vegetais, possam fornecer a maioria dos outros ingredientes, descobrimos que o sacrifício da reprodutibilidade é injustificado.

O meio YED (Extrato de Levedura + Dextrose) será o nosso meio de crescimento padrão. É chamado de meio "complexo" porque é feito de ingredientes naturais (fermento) e sua composição química exata não é conhecida. Ele contém tudo o que está na levedura - incluindo a adenina, é claro - portanto, também é um meio "completo". Mutantes que requerem adenina vermelha crescem bem neste meio e desenvolvem o pigmento vermelho característico.

O meio YEAD (Extrato de Levedura + Adenina + Dextrose) contém os mesmos ingredientes que o YED, mas tem adenina em excesso adicionada. Mutantes que requerem adenina vermelha crescem bem neste meio e não vou desenvolver o pigmento vermelho característico.

O meio YEPAD (Extrato de Levedura + Peptona + Adenina + Dextrose) contém os mesmos ingredientes que YEAD, mas tem peptona adicionada. Este é um meio muito rico usado para armazenar cepas de leveduras.

O meio MV (Minimal plus Vitamins) é um meio quimicamente definido, o que significa que é feito do mínimo de ingredientes químicos puros necessários para apoiar o crescimento de leveduras de tipo selvagem. Usaremos MV quando precisarmos de um meio que não contém adenina.

O meio MV + Ade (mínimo mais vitaminas + adenina) contém os mesmos ingredientes que MV, mas tem adenina em excesso adicionada.

YEKAC (Extrato de Levedura mais Acetato de Potássio) induz diplóide fermento para esporular e sofrer meiose. É nutricionalmente desequilibrado, pelo que ocorrerá muito pouco crescimento.

O meio PETITE contém glicerol como fonte de carbono e é usado para identificar mutantes de colônias pequenas. As células pequenas não crescerão neste meio.

Receitas Para Agar Growth Media

Se você estiver usando uma mistura pré-embalada, siga as instruções na embalagem. Se você estiver pesando ingredientes secos, use as seguintes receitas. As receitas são dadas para a preparação de 100 mililitros. Se quiser fazer mais, basta multiplicar os valores para obter o volume desejado. Exemplo: para fazer 500 mililitros, multiplique cada ingrediente por 5. Não coloque mais de 600 mililitros em um frasco de 1000 mililitros. Se você encher demais os recipientes, eles podem transbordar durante o processo de esterilização. Leva aproximadamente 25 mililitros de meio para despejar uma placa padrão de 100 x 15 mm. (O meio líquido pode ser feito a partir dessas receitas, omitindo o ágar.)

Meio de dextrose com extrato de levedura (YED):

1 grama de Extrato de Levedura
2 gramas de dextrose anidra (glicose)
2 gramas de ágar (ágar-ágar goma ágar)
100 ml de água

Meio de extrato de levedura e adenina dextrose (YEAD):

1 grama de Extrato de Levedura
2 gramas de dextrose anidra (glicose)
2 gramas de ágar (ágar-ágar goma ágar)
8 ml de solução estoque de adenina
92 ml de água

Meio de extrato de levedura peptona e adenina dextrose (YEPAD):

1 grama de Extrato de Levedura
2 gramas de peptona
2 gramas de dextrose anidra (glicose)
2 gramas de ágar (ágar-ágar goma ágar)
8 ml de solução estoque de adenina
92 ml de água

1 grama de Extrato de Levedura
0,025 grama de dextrose anidra (glicose)
2,4 ml de glicerol
2 gramas de ágar (ágar-ágar goma ágar)
98 ml de água

0,15 gramas de base de nitrogênio de levedura sem aminoácidos e sulfato de amônio
0,52 gramas de sulfato de amônio
2 gramas de dextrose anidra (glicose)
2 gramas de ágar (ágar-ágar goma ágar)
100 ml de água

Mídia mínima mais adenina (MV + ade):

0,15 gramas de base de nitrogênio de levedura sem aminoácidos e sulfato de amônio
0,52 grama de sulfato de amônio
2,0 gramas de dextrose anidra (glicose)
2,0 gramas de ágar (ágar-ágar goma ágar)
8,0 ml de solução estoque de adenina
92 ml de água

1 grama de acetato de potássio
0,25 grama de Extrato de Levedura
2 gramas de ágar (ágar-ágar goma ágar)
100 ml de água

400 mg de adenina em 400 ml de água (1 mg / ml)
Armazenar em temperatura ambiente.
Use 2 ml de solução estoque para 100 ml de meio e reduza a água adicionada ao meio em 2 ml.

Discos de papel absorvente de adenina

1,25 gramas de adenina
150 ml de água destilada
discos de papel mata-borrão de arte
Adicione adenina à água destilada em um copo grande o suficiente para que a solução não transborde. Ferva cinco minutos. Adicione os discos de papel mata-borrão e ferva mais cinco minutos. Remova os discos com uma pinça estéril para um recipiente estéril coberto, como uma placa de Petri. Coloque-os em uma única camada e deixe-os secar por vários dias.

Para muitos dos experimentos de curto prazo, é possível "esterilizar" a água fervendo.
1) coloque a água em um recipiente sem tampa,
2) coloque o recipiente em uma panela com água fervente por 15 minutos,
3) depois de esfriar, aperte a tampa do recipiente de água.

Provavelmente, a melhor maneira de preparar água estéril é colocar os recipientes de água frouxamente cobertos em uma autoclave ou panela de pressão e, em seguida, esterilizar a água nas mesmas condições usadas para o meio de cultura.

F. Temperatura de incubação e taxas de crescimento

A temperatura ótima de crescimento para essas cepas é de aproximadamente 30 ° C, mas elas crescerão de forma bastante satisfatória em uma faixa muito mais ampla. Todos esses experimentos podem ser feitos em uma temperatura ambiente confortável, mas a levedura tolera quase todas as temperaturas que as pessoas podem. No entanto, a temperatura afetará a taxa de crescimento. Em temperaturas mais baixas, as células crescerão mais lentamente e a taxa deve ser determinada por experimento. Os tempos de incubação estimados nesses experimentos são baseados na incubação em temperaturas dentro de um ou dois graus de 30 ° C.

Pode-se, de fato, desacelerar o fermento, resfriando-o para que os experimentos se encaixem nos horários das aulas. Simplesmente refrigere ou simplesmente resfrie as placas em diferentes estágios para desacelerar o crescimento. Lembre-se, entretanto, que após uma cultura ter sido refrigerada, pode haver um período de espera de várias horas antes que ela comece a crescer novamente. É claro que, se atingiu a fase estacionária, não crescerá mais em nenhuma temperatura.

Na verdade, as cepas de levedura podem ser armazenadas por períodos prolongados na geladeira, em temperaturas pouco acima de zero. Algumas cepas continuarão a crescer, embora muito lentamente, nessas temperaturas, mas a maioria permanece viável por semanas ou meses, e algumas por anos.

Temperaturas acima de 30 ° C devem ser evitadas. Embora as células cresçam em temperaturas mais altas, elas acumulam pequenas mutações indesejáveis ​​e a esporulação é fortemente inibida. O pigmento vermelho em mutantes de adenina também é inibido em temperaturas mais altas. É mais seguro incubar culturas que estão sendo esporuladas em uma temperatura ambiente confortável.

Incube as culturas no escuro ou na luz reduzida, tanto quanto for conveniente. Embora não seja crítica, a exposição prolongada à luz ambiente normal ou luz mais forte reduzirá a viabilidade das células que contêm o pigmento vermelho. A cepa sensível a UV G948-1C / U não deve ter exposição prolongada a fontes de luz.

Para um crescimento ideal e para o desenvolvimento do pigmento vermelho, as placas devem ser aeróbicas. Incubamos as placas em sacos abertos de plástico para armazenamento de alimentos. O oxigênio suficiente está disponível com as bolsas abertas para apoiar a respiração aeróbica. Os sacos plásticos evitam que os pratos sequem muito rápido, protegem-nos de contaminações e facilitam o transporte sem derramar.

G. Uso de palitos de dente e loops de inoculação

Para a maioria dos propósitos, a maneira mais fácil de transportar o fermento de um lugar para outro em meio de ágar é com um palito de dente esterilizado. O palito plano é mais fácil de usar do que o redondo. A extremidade pontiaguda é útil para colher amostras de colônias individuais ou para fazer pequenas manchas ou estrias. A extremidade plana é boa para espalhar o fermento, para espalhar para isolar colônias individuais e para misturar. Os palitos são esterilizados diretamente da caixa, desde que a caixa não tenha sido contaminada. Basta cortar um canto para fazer um pequeno orifício (cerca de 1/4 a 1/2 polegada de diâmetro) e a caixa servirá como distribuidor. Os palitos de uma caixa apontam em ambas as direções, mas você pode selecionar facilmente a extremidade de sua preferência para qualquer tarefa. Claro, deve-se ter o cuidado de manusear cada palito apenas na ponta que não vai tocar no fermento ou no meio.

O palito é uma alternativa à tradicional alça de inoculação, que está disponível comercialmente, até mesmo em platina. Fazemos nossos próprios laços de inoculação de um pedaço de haste de latão de 6 a 8 polegadas (como usado para brasagem) e fio de nicromo. Faça um pequeno orifício próximo à extremidade da haste para ancorar o fio, insira a extremidade do fio no orifício, dê várias voltas ao redor da haste e deixe uma ou duas polegadas de fio reto. No final da parte reta, faça uma alça com um alicate de bico fino. Queime o fio em um bico de Bunsen até que fique vermelho para esterilizá-lo antes de cada uso e, claro, deixe-o esfriar antes de tocar (ou fritar) o fermento. Tocá-lo no ágar o resfria imediatamente.

Existem várias maneiras de espalhar células. Eles usam vários tipos de equipamento de pipetagem e vários métodos para mover as células na superfície do ágar.
Método quantitativo de revestimento por vazamento
Este método requer a preparação de um tubo de diluição final separado para cada placa e, em seguida, todo o conteúdo do tubo é vertido na superfície do ágar. Este método tem a vantagem de não requerer o uso de chama. Tem a desvantagem de não ser tão reproduzível.

1. Faça uma série de diluições de 1 a 10 suspensões de células de levedura.
2. Pipete 0,1 ml da suspensão apropriada para um tubo estéril contendo 0,9 ml de água estéril. Gire o tubo para suspender as células e, em seguida, despeje todo o conteúdo do tubo sobre a superfície do meio de ágar. Incline e gire a placa para distribuir uniformemente a suspensão sobre a superfície do ágar.
3. Se houver manchas que não foram cobertas, use um palito estéril para espalhar a suspensão nas áreas descobertas.

A suspensão devemos ser deixada de molho no ágar antes que as placas sejam expostas ao tratamento experimental. Para acelerar o processo, faça as placas de ágar com vários dias de antecedência e deixe-as secar um pouco antes de colocar a suspensão de fermento.

A seção de vídeo Diluição em série e contagens de células viáveis ​​ilustra o método de revestimento por vazamento.

Método de espalhamento quantitativo
Quando você deseja dados precisos, é melhor usar um método alternativo de galvanização. A suspensão de células é pipetada com precisão na superfície do ágar e, em seguida, espalhada com um espalhador estéril. Existem dois tipos de espalhadores:

Sem espalhador de clipe de papel chama
Você pode facilmente fazer um espalhador reutilizável e barato, endireitando duas dobras em um clipe de papel grande, deixando uma extremidade em forma de grampo para espalhar e uma alça reta em ângulos retos. Você pode esterilizar vários espalhadores juntos em béqueres tampados ou embrulhados em papel alumínio ou papel.
Espalhador de vidro flamejante
Se você tiver o equipamento e as habilidades para trabalhar com vareta de vidro, poderá fazer um difusor de vidro simples aquecendo e dobrando uma seção de uma polegada na extremidade de um pequeno pedaço de vareta de vidro. Esses espalhadores também podem ser adquiridos.

1. Faça uma série de diluições de 1 a 10 suspensões de células de levedura.
2. Use uma ponta de pipeta nova para pipetar 0,1 ml da suspensão apropriada na superfície do ágar. Bata no tubo antes de tirar a amostra. Se estiver fazendo várias placas, você pode pipetar células em cada placa usando a mesma ponta de pipeta e, em seguida, espalhá-las sem inflamar o espalhador entre cada placa.
3. Esterilize o espalhador em etanol 95% e, em seguida, passe o espalhador por uma chama para acender o álcool. Segure o espalhador com cuidado até que todo o álcool do espalhador queime completamente. O uso de chamas de álcool é uma etapa perigosa e requer cuidado e supervisão cuidadosa por parte do professor.
4. Resfrie o espalhador tocando-o no ágar. Use o lado plano para espalhar a suspensão sobre a superfície e, em seguida, use a parte curva do espalhador para fazer pinceladas sobrepostas. Gire a placa 90 graus e repita o processo de fazer movimentos sobrepostos. A tampa pode ser colocada sobre a placa para minimizar a contaminação. Evite espalhar a suspensão até a borda, onde pode escorregar entre o ágar e a lateral da placa de Petri.

A seção de vídeo Usando a levedura para medir o UV solar, ilustra um método de espalhamento de vidro flamejante.

Método qualitativo de revestimento por vazamento para produzir gramados de células
Este método produz um crescimento espesso e uniforme de células (gramado) sobre a superfície da placa de ágar. Este é um método rápido e útil para uma variedade de experimentos qualitativos.

1. Faça uma suspensão turva de células de levedura.
2. Pipete 1,0 ml da suspensão na superfície do meio de ágar. Incline e gire a placa para distribuir uniformemente a suspensão sobre a superfície do ágar.
3. Se houver manchas que não foram cobertas, use um palito estéril para espalhar a suspensão nas áreas descobertas.

Como no método de revestimento por vazamento quantitativo, a suspensão devemos ser deixada de molho no ágar antes que as placas sejam expostas ao tratamento experimental. Se você fizer as placas de ágar com vários dias de antecedência e deixá-las secar um pouco antes de colocar a suspensão de fermento, o processo será mais rápido.

Seção de vídeo Efeito do UV Solar nas Células ilustra o método de vazamento de chapeamento para um gramado.

I. Micropipetas automáticas, pipetas sorológicas e pipetas com bulbo descartáveis

Os pipetadores automáticos são os burros de carga da moderna biologia molecular e microbiologia. Eles são rápidos e precisos e economizam muito tempo e frustração. Os experimentos neste manual freqüentemente requerem o uso de um pipetador de 0,1 ml. Embora sejam relativamente caros, eles tornam o trabalho tão rápido que pode ser facilmente compartilhado por vários alunos ou grupos de laboratório. Você o usará para fazer diluições em série e para plaquear células em ágar. As pontas estéreis são embaladas em embalagens de plástico reutilizáveis. Pratique o uso do pipetador com água até se sentir confortável com ele. (Se micropipetas automáticas não estiverem disponíveis, é possível substituir pipetas bulbadas descartáveis, pipetas sorológicas ou tubos capilares graduados)

1. Pressione a extremidade pequena do pipetador firmemente na extremidade aberta de uma ponta enquanto a ponta ainda está no dispensador.
2. Para enchê-lo, pressione lentamente o êmbolo até sentir resistência, mas não o máximo possível. Mergulhe a ponta na solução e, em seguida, libere lentamente o êmbolo. Se alguma gota aderir à ponta, limpe-a na borda do recipiente.
3. Coloque a ponta no líquido do tubo para o qual está pipetando e pressione lentamente o êmbolo. Desta vez, pressione o máximo possível para expelir toda a amostra. Remova a ponta do pipetador da solução, solte o êmbolo e descarte a ponta.

Pipetas sorológicas e bombas de pipeta podem ser usadas em vez de pipetadores automáticos. Essas pipetas fornecerão medições de volume muito precisas. É possível adquirir pipetas sorológicas pré-esterilizadas em vários tamanhos. You must have a set of pipet pumps available for students to use with these pipets. Remember it's never good practice to use your mouth to draw liquid into a pipet. Not even sterile water!

Disposable bulbed pipets are also acceptable for most of the experiments in this handbook. Three drops from a one milliliter bulbed pipet is approximately equal to 0.1 ml. The volume measurements are not as accurate but these pipets are cheap and do not require the use of pipet pumps. These pipets may also be purchased presterilized and individually wrapped. The wrappers of presterilized pipets provide a convenient sterile holder for the pipet during the experimental procedure.

J. Making a Subculture of Yeast

Yeast nutrients can be supplied by a solid or a liquid medium. When the yeast strains come from a supplier they are usually growing on agar slants. If you keep these slants tightly closed and refrigerated you can store them for up to one year. The smaller slants allow you to use toothpicks to move the yeast. It's best to have fresh cultures for your experiments. So the day before you intend to use the yeast transfer a small number of cells from the stock culture to fresh medium (usually YED). You can use a flamed loop to transfer the cells but a sterile toothpick is usually easier. Touch the toothpick to the cells in the slant you don't need to transfer many cells. Make a streak of cells on the surface of the agar try not to gouge the surface of the agar. This procedure of growing fresh yeast is called subculturing. You should subculture at least 12 hours before you intend to use the yeast.

Sometimes cultures will be sent from yeast stock centers on milk papers. To make a fresh subculture: Open the foil sterilely and using sterile forceps place the small square of milk paper on a sterile agar YED plate. If you wipe the paper across the agar several times you should get single colonies to use and a large spot of cells will grow where the paper is placed. It will take from 3 to 5 days for many strains cultured in this way to grow to a suitable size. Cultures sent this way are less vulnerable to inclement weather conditions and long travel times.

K. Isolating Single Colonies

Many experiments require growing colonies from isolated single cells. This is easily accomplished by streaking cultures out on an agar plate with the flat end of a toothpick. The purpose of the technique is to dilute the cells on the surface of the agar in successive, overlapping streaks, until individual cells are separated or distributed to form isolated single colonies. Figure below illustrates the technique, which you should practice until you are proficient.

The first step is to make a single, short streak of cells (about 2 cm long) near the edge of the agar in a petri dish. With a fresh toothpick, make a second, overlapping streak, at an angle of about 15 degrees to the first one, dragging cells from the first streak onto fresh agar. Make several more parallel streaks with the same toothpick. Then take a new toothpick and repeat the process starting within the end of the last streak. Repeat this sequence until the whole plate has been covered. Since the population of cells that is produced from a single parent cell is a clone, this is a process for cloning yeast. If a culture is not pure, for whatever reason, this provides a method for isolating pure clones. The same result can be achieved using a flamed and cooled loop at each step where a fresh toothpick is used. This approach is slower, and risks frying the cells.

In some experiments we transfer many cultures from one kind of medium to one or several other kinds, to determine the cultures' growth requirements. This can be done using toothpicks or loops, but if there are very many strains to be transferred it becomes laborious. A simple, rapid method -- replica plating -- played a major role in the development of microbial genetics and is one of the great labor-savers of all time. The experiments described below can be done without this technique, but it is fascinating to do and worth the trouble to set it up. Even with modest experiments, the effort is a good investment in the long run.

The principle of replica plating is that of a rubber stamp .

A cotton velveteen stamp is used to stamp a replica of the pattern of cells growing on one plate to one or several other plates. The apparatus consists of a cylindrical holder for the velveteen that is just the right size to fit inside the bottom of a petri plate, and a ring of some sort to hold the velveteen in place. For standard 10 cm plastic plates the appropriate diameter is approximately 3.3 inches. The holder can be a cylinder of wood, metal, plastic, or any other material you can fabricate. It can even be a one pound food can or other heavy cylindrical container if the bottom is flat. (A circle cut from a foam meat tray makes a good flat surface to put on a food can) The ring to hold the velveteen can be a large hose clamp, some other found object, or even a large rubber band.

The velveteen, of course, must be sterilized, and newly cut cotton velveteen usually needs to be de-linted with a piece of masking tape before it is sterilized. Autoclave and dry it thoroughly. We use six-inch squares, which we stack and wrap in paper, autoclave, and then dry on the vacuum setting. If an autoclave is not available, dry them in a warm oven or just let them sit on the counter until they dry. To reuse the velveteen squares, rinse them out in plain water and resterilize. Other fabrics such as several layers of cotton gauze may be used instead of cotton velveteen.

To replica plate, invert the master plate, the one with the yeast on it, over the velveteen on the holder and press the plate firmly against the sterile fabric surface. Then slowly peel the plate off, leaving a replica or print of the cell pattern on the velveteen. Transfer the replica on the velveteen to one or a series of sterile plates by pressing each plate gently onto the velveteen and popping it off. It is possible to make as many as 20 replicas from a single master plate if necessary. The procedure is illustrated in Figure 13.

The manner in which you remove the plate from the velveteen controls the amount of yeast transferred from velveteen to plate or from plate to velveteen. If you peel the master plate off the velveteen with a slow, rolling motion, more yeast will remain on the velvet than if you pop it off with a quick vertical motion. It is desirable to transfer as few cells as possible and still be able to see the print of the cells on the replica plate.

M. Estimating the Number of Yeast Cells in a Culture

There are many ways of counting cells directly, the most common making use of counting chambers for the microscope or electronic particle counters. These have little instructive value in genetics, and are not suitable for general classroom use. Therefore, we have designed experiments that don't depend on accurate particle counts. When cell counts are needed, we determine them from the numbers of colonies on the plates (see Dilution and Plating Procedures).

Many experiments, however, do require making approximate estimates of the number of cells in a liquid suspension in order to get a reasonable number of colonies plated. For this you will use one of the most sophisticated and sensitive optical instruments in existence: the human eye. With surprisingly little practice, you can learn to estimate the number of cells in a suspension by just looking at it.

Visual estimation of cell density is based on the eye's fairly sharp threshold for observing turbidity. When viewed in a standard 13 x 100 mm tube, yeast suspensions of less than about 1 million cells per ml are not visibly turbid. Above this threshold density they are visibly cloudy. By adjusting the number of cells in a suspension until just barely visible, you can obtain a suspension of known density (approximately 1 x 106 cells/ml) and then use serial dilutions to obtain other concentrations. (Also see the experiment Serial dilutions and viable cell counts)

  • Sterile, capped 13 x 100 ml culture tubes
  • Sterile water
  • Sterile 1-ml pipets (disposable bulbed pipets or serological pipets and pipet pump)
  • Micropipettor and sterile tips (optional)

Procedimento:
uma. Place 1 to 2 ml of sterile water into a tube.
b. Use a cooled, flamed inoculating loop or sterile toothpick to suspend a small amount of yeast, about the size of the head of a pin, in the water.
c. Mix the suspension thoroughly by holding the tube loosely near its top between thumb and forefinger, and thumping it near the bottom with the palm side of one or more fingers of the other hand, imparting a swirling motion. (The thumping motion approximates the gesture one would make to beckon someone to come hither.)
This suspension should contain approximately 1 x 107 cells/ml, but this density is difficult to judge, so we will dilute it before judging its density.
d. Pipet 0.9 ml of sterile water into a tube with a sterile 1.0 ml pipet.
e. Dilute 0.1 ml of your cell suspension into this tube and thump it. Compare it with a tube containing sterile water. If the tube with cells is barely turbid, then it contains very nearly 1 x 106 cells/ml.
f. If the tube is not visibly turbid, then add additional 0.1 ml volumes of the original suspension until it is. If you think it is more turbid than the limit of visibility, then add more sterile water. Adjust the volumes of water and cells until you are convinced. Keep track of the volumes you add so you will know the final dilution you have made.

N. Dilution and Plating Procedures

In many experiments one must spread an approximately known number of cells on a plate to grow into colonies. We use serial dilutions, making several small dilutions, one after another, instead of making one big dilution. The method saves material and avoids the use of large volumes that are difficult to measure and sterilize.

  • Sterile, capped 13 x 100 ml culture tubes
  • Sterile water
  • Sterile 1-ml pipets (disposable bulbed pipets or serological pipets and pipet pump)
  • Micropipettor and sterile tips (optional)
  • Paper clip or glass spreader: The cells are distributed over the surface of the agar with spreaders.

Making Serial Dilutions:
The following procedure yields a series of dilutions that vary by factors of ten. You will be able to use this procedure for most of the experiments that require serial dilutions (Figure 12).

uma. Prepare a suspension containing approximately 1 x 106 cells/ml in sterile water using the procedure described in Estimating the Number of Yeast Cells in a Culture.
b. Pipet 0.9 ml of sterile water into each of three tubes and label them. We recommend making a diagram in your notebook showing the procedure and the meaning of your labels.
c. Resuspend the cells in the original suspension. Remove 0.1 ml with the micropipettor and a fresh tip and transfer it to one of the tubes of water. Then thump the tube to suspend the cells.
d. Repeat the procedure serially, using a fresh pipet or pipet tip for each of the remaining tubes, so that each tube contains 1/10th the number of cells as the previous one. The third dilution should contain approximately 1 x 103 cells/ml.

Plating the Dilutions:
If you expect all the cells to grow, then you will only plate the final dilution, as the other tubes would be too concentrated and the plates made from them would contain too many colonies to count. However, in the radiation experiments you will use the dilutions containing more cells to compensate for the reduced number of cells that survive irradiation. This way you will obtain an optimal number of colonies to count on each plate, even when most of the cells are dead.

e. You will have better data if you do all platings in duplicate or triplicate. First label the plates using a marking pen (a Pilot SC-UF or a Sharpie). (You will also use this same kind of pen for marking the colonies when you count them.) We recommend that you identify each plate with the strain number, dose (for radiation experiments), dilution plated, and your initials, but you may prefer to code this information in your notes and put the code letters or numbers on the plate. Write only on the lid or in small letters on the edge of the bottom, leaving the bottom clear for marking the colonies when you count them.

f. Resuspend the cells in each tube by thumping it before taking a sample, then pipet 0.1 ml onto the center of each of the duplicate plates. If you are using paper clip spreaders take a sterile spreader from the envelope. If you are using a glass spreader take it from the alcohol, light it in a flame, and after the flame burns out, touch it to the agar of one of the plates away from the cells. Spread the cells over the surface with either spreader, taking care to keep the cells at least 0.5 cm from the edge of the agar. (If you are using the pour plating method pipet 0.1 ml of the suspension into 0.9 ml of sterile water. Mix the cells into the water. Pour all of the mixture onto the agar surface then tilt and rotate the plate until the mixture is evenly spread over the surface of the agar.)

O. Microscopic Examination of Yeast

The easiest way to examine yeast under the microscope is to look at them directly on the plate. This only works with low-powered objectives (10x) because higher power ones get too close to the agar and fog up. To see more detail, make a wet mount slide. Put a drop of water on a microscope slide. Transfer a small amount of yeast to the water with a sterile toothpick and stir a little. Then put a coverslip over the yeast suspension on the slide. If preparations are to be viewed by a number of students, seal the cover slip to the slide with finger nail polish and the slide will be viewable for several hours. Oil immersion should not be necessary and for merely observing the shapes of cells it is not necessary to stain them. With suitable staining methods the nucleus can be seen, but the yeast cromossomos are too small to see with most light microscopes.

For classroom demonstrations you may wish to use a video microscope. There are a number of very good video microscopes available on the market. If you don't have one it's possible to get many of the same results with a classroom microscope and a home video camera. When we look through a microscope our eyes are focused at infinity. If we place a video camera close to the ocular of the microscope and set the camera focus at infinity it will "see" the same thing as our eyes. It helps to cut out light entering from the side by wrapping the camera lens and the microscope ocular with a piece of dark cloth or aluminum foil.

The experiments make use of the following strains:

Q. Irradiating Yeast With Ultraviolet Radiation

Standard germicidal UV-C lamps, which are low-pressure mercury vapor discharge tubes, make an ideal UV source for irradiating wild type yeast with normal DNA repair enzymes. The sun or quartz halogen yardlights are good sources of UV for irradiating mutant strains of yeast that are deficient in normal DNA repair enzymes.

Standard germicidal UV-C lamps are common fluorescent tubes without a fluorescent coating and with an envelope that is transparent to ultraviolet. The low-pressure mercury spectrum is a line-spectrum with the most prominent line having a wavelength of 253.7 nanometers. This is fortuitously close to the 260 nanometers that is optimal for absorption by DNA.

The design of the U.V. Radiation Chamber is dictated by several considerations, the most important being safety. (See Instructions for Building a UV Radiation Chamber) The radiation emitted by germicidal lamps will cause painful and dangerous burns to eyes and skin so they must be effectively shielded. Exposure to the cells cannot be controlled by turning the lamp on and off because the output intensity of the lamp is strongly temperature-dependent. Therefore, it must be enclosed in a shielded box with a shutter mechanism so it can warm up to a constant temperature before being used. The door and the shutter must be interlocked so they cannot both be open at the same time.

Operating procedure for UV radiation chamber:

1. Plug in the lamp and turn it on. You can safely tell when the lamp is on by seeing the indicator light.
2. Allow the lamp to warm up for 30 minutes, if possible.
3. Center the petri dish to be exposed on the mark in the bottom of the box, remove the plate lid, gently lower the door, and open the shutter. Measure the exposure time from when the shutter opened. When the time has elapsed, close the shutter, gently raise the door, put the lid on the petri dish and remove it. Moving the door too quickly causes air turbulence which is likely to cause contamination of the agar plates. If the box is fitted with a UV-B bulb the same procedure may be followed.

Exposure procedure using the sun or quartz halogen yardlights:

1. Cover the dish with dark paper and while it remains covered position the dish at a 90 degree angle to the light source. If you are using a quartz halogen light remove the glass cover from the light. While the sun and the yardlight produce less UV radiation than the germicidal tube one should still take reasonable precautions. Don't look directly at the source and avoid any long term direct exposure to skin.

CAUTION: A quartz halogen bulb gets very hot. The use of this lamp should be under the direct supervision of the teacher.

2. Remove the dark cover from the plate and start measuring the exposure time. When the time has elapsed cover the dish and move it to the incubator. It is usually not necessary to remove the lid from plastic Petri dishes when you use the sun or quartz halogen yardlights as the UV source. Most plastic Petri dishes are transparent to the wavelengths of UV produced by these sources. You may want to run a trial experiment on each new batch of Petri dishes. If you are getting survival rates higher than you expect you may wish to remove the lids during UV exposure. If contamination becomes a problem you may wish to cover the dishes with thin plastic wrap or a sandwich bag. These thin plastic films will not absorb significant amounts of UV.


Water or Moisture:

All bacteria need moisture, or water, in a "useable" or "available" form to grow and reproduce. Bacteria use the water to take in food and to remove unwanted waste products. Water activity (aw) is one measure of the available water in a food. The water activity scale runs from 0 to 1.0. The lower the water activity, the less water is available in a form that can be used by bacteria. The water activity of pure water is 1.0 - thus the water activity of all foods falls below this number. However, many food products, particularly meat, poultry, seafood and dairy products, have a water activity of 0.95-0.99. Unfortunately, this is the optimum range for many of the spoilage and disease-causing bacteria. Most fresh seafood products have a water activity above 0.98 - perfect for bacterial growth. Pathogenic bacteria do not grow well or produce toxin below 0.85 and most require 0.92 or above. Freezing, drying, or salting are ways to reduce available water to bacteria, and slow down their growth.


III. CULTURA DE BACTÉRIAS

UMA. Métodos de obtenção de culturas puras (uma cultura que contém apenas 1 espécie de organismo)

1. O Método Streak Plate & # 150 As bactérias são coletadas em uma alça de fio estéril, e o fio é movido levemente ao longo da superfície do ágar, depositando estrias de bactérias na superfície. A alça está inflamada e algumas bactérias são coletadas da região já depositada e espalhadas em uma nova região. Cada vez menos bactérias são depositadas à medida que as listras continuam, e a alça é inflamada após cada estrias. Organismos individuais (células individuais) são depositados na última região marcada. Após a placa ser incubada a uma temperatura de crescimento adequada para o organismo, aparecem pequenas colônias (cada uma derivada de uma única célula bacteriana). O loop é usado para pegar uma parte de uma colônia isolada e transferi-la para outro meio para estudo. O uso de técnica asséptica garante que o novo meio contenha organismos de uma única espécie. Faremos isso no laboratório.


Why Sugar Doesn’t Spoil

Two foods are left out on the counter – fresh tomatoes and a bowl of sugar. Within a week or so, one will develop black spots and the other remains pristine, albeit perhaps a little clumpy depending on the humidity of the air. Mas por que?

Osmosis. While microorganisms love sugar, they also need a certain amount of water to thrive. This level of freely available water, called "water activity (aC)," for bacteria is about 0.91, for molds it is 0.8 and for fungi (yeasts), it must be at least 0.6. The aC of fresh foods is generally about 0.99, while crystalline sucrose (table sugar) is a paltry .06.

In its crystal form bone dry, sucrose (C12H22O11) loves to bind with water (H20). When present in sufficient concentrations, table sugar will suck all of the water around it. This is why sugar is an excellent food preservative. Via osmosis, the sugar pulls the available water from within the foodstuff, reducing the food's aC, thus making it unsuitable for microbes to grow, or even survive.

More specifically, at the outer edge of a cell is its membrane, a semi-permeable barrier that allows some substances, including nutrients and wastes, to move in and out. With a higher concentration of sugar outside the cell, the solution is hypertonic, meaning it will draw water from the cell, causing the bacteria (or whatever cell) to shrivel and die. (The reverse could potentially happen as well if the sugar concentration was higher inside the cell, hypotonic, with it drawing water in, perhaps to the point of bursting the cell.)

On a chemical level, it's pretty interesting as well. Notice all the hydrogen and oxygen involved between the two molecules, there are 24 hydrogen atoms and 12 oxygen. Each oxygen atom has a slight negative charge and each hydrogen atom has a slight positive charge, and in chemistry, opposites attract. Together, all of these hydrogen and oxygen atoms pull at each other – initially to form their respective molecules (table sugar or water), and then in the process that kills the microbe.

You can also observe this absorption effect simply by taking some cotton candy, which is made of pure spun sugar, and placing it in a humid environment . With just 33% relative humidity, cotton candy left out in the air will completely collapse and crystallize in just 3 days as it absorbs the moisture in the air. At 45% relative humidity, it will completely collapse in just one day. At 75% humidity, it takes just 1 hour. This is why it has only been since 1972 that non-"made on demand" cotton candy has been available. (1972 was when the first fully automated cotton candy machine was invented that could make the fluffy treat and quickly package it in water tight containers).


Why is bacteria used in genetic engineering?

Click to read more on it. Also know, why is bacteria often used in genetic engineering?

Genetically modificado bactérias. Genetically modificado bactérias were the first organisms to be modified in the laboratory, due to their simple genética. These organisms are now usado for several purposes, and are particularly important in producing large amounts of pure human proteins for use in medicine.

  • More nutritious food.
  • Tastier food.
  • Disease- and drought-resistant plants that require fewer environmental resources (such as water and fertilizer)
  • Less use of pesticides.
  • Increased supply of food with reduced cost and longer shelf life.
  • Faster growing plants and animals.

Similarly, how is bacteria used to make insulin?

Recombinant DNA is a technology scientists developed that made it possible to insert a human gene into the genetic material of a common bacterium. This &ldquorecombinant&rdquo micro-organism could now produzir the protein encoded by the human gene. There, the recombinant bacteria use the gene to begin producing human insulin.

What are some examples of genetic engineering?

Crop plants, farm animals, and soil bacteria are algum of the more prominent exemplos of organisms that have been subject to Engenharia genética.


Assista o vídeo: O Terror das Bactérias (Janeiro 2022).