Em formação

E2. A Maior Ribozima - O Ribossomo - Biologia


A síntese de proteínas a partir de um modelo de mRNA ocorre em um ribossomo, uma nanomáquina composta de proteínas e RNAs ribossômicos (rRNA). A unidade menor (denominada 30S e 40S em bactérias e eucariotos, respectivamente) coordena o emparelhamento de base correto do códon tripleto no mRNA com outro pequeno adaptador de RNA, transferência ou tRNA, que traz um aminoácido covalentemente conectado ao local. A formação da ligação peptídica ocorre quando outra molécula de tRNA-aminoácido se liga a um códon adjacente no mRNA. O tRNA tem uma estrutura terciária em folha de trevo com alguma estrutura secundária ligada a H intra-filamentos. Os últimos três nucleotídeos na extremidade 3 'do tRNA são CpCpA. O aminoácido é esterificado no terminal 3'OH do terminal A por uma proteína enzimática, aminoacil-tRNA sintetase.

A formação da ligação amida covalente entre o segundo aminoácido e o primeiro, formando um dipeptídeo, ocorre no centro da peptidil transferase, localizado na subunidade ribossômica maior (50S e 60S em bactérias e eucariotos, respectivamente). O ribossomo desce pelo mRNA de forma que o dipeptídeo-tRNA esteja agora no local P ou Peptídeo, aguardando um novo tRNA-aminoácido no local A ou Amino. A figura abaixo mostra um esquema do ribossomo com mRNA ligado na subunidade 30S e tRNAs covalentemente ligados ao aminoácido (ou o peptídeo em crescimento) no local A e P, respectivamente.

Figura: Ribosme procariótico - sítios P ​​e A

Um mecanismo provável (derivado de estruturas cristalinas com substratos ligados e análogos de estado de transição) para a formação da ligação amida entre um peptídeo em crescimento no tRNA do local P e o aminoácido no tRNA do local A é mostrado abaixo. A catálise não envolve nenhuma das proteínas ribossomais (não mostradas), uma vez que nenhuma está perto o suficiente do centro de peptidil transferase para fornecer aminoácidos que poderiam participar da catálise ácido / base geral, por exemplo. Portanto, o rRNA deve atuar como a enzima (ou seja, é uma ribozima). Inicialmente, pensava-se que uma adenosina proximal com um pKa perturbado poderia, em pH fisiológico, ser protonada / desprotonada e, portanto, atuar como um ácido / base geral na reação. No entanto, nenhum foi encontrado. O mecanismo mais provável para estabilizar o estado de transição do oxiânion no local de ataque eletrofílico do carbono é precisamente a água localizada, que é posicionada no orifício do oxiânion por ligações H ao uracil 2584 no rRNA. O mecanismo de clivagem envolve o embaralhamento de prótons combinado mostrado abaixo. Neste mecanismo, o substrato (Peptídeo-tRNA) auxilia sua própria clivagem em que o 2'OH está em posição para iniciar o mecanismo de transporte de proteína. (Um mecanismo semelhante pode ocorrer para facilitar a hidrólise da proteína totalmente alongada do tRNA do local P.) É claro que tudo isso requer um posicionamento perfeito dos substratos e não é isso que as enzimas fazem melhor? Os principais mecanismos para a catálise da formação da ligação peptídica pelo ribossomo (como uma ribozima) são a catálise intramolecular e a estabilização do estado de transição pela molécula de água posicionada apropriadamente.

Figura: Mecanismo de Formação de Ligação Peptídica pelo Ribossomo

A estrutura cristalina do ribossomo eucariótico foi publicada recentemente (Ben-Shem et al). É significativamente maior (40%) com massa em torno de 3x106 Daltons. A subunidade 40S tem uma cadeia de rRNA (18) e 33 proteínas associadas, enquanto a subunidade 60S maior tem 3 cadeias de rRNA (25S, 5.8S e 5S) e 46 proteínas associadas. O tamanho maior do ribossomo eucariótico facilita mais interações com proteínas celulares e maior regulação de eventos celulares. A estrutura Jmol de um ribossomo 70S bacteriano mostrando interações de mRNA e tRNA é mostrada abaixo.

Jmol: Ribossomo 70 S atualizado de Thermus Thermophilus mostrando as interações de mRNA e tRNA Jmol14 (Java) | JSMol (HTML5) Não feito; Consertar

: Ribossomo em ação


[ Para responder a uma pergunta que está há muito sem resposta ]

Duas ribozimas cabeça de martelo podem se dividir simultaneamente?

Sim, em princípio eles podem.

duas ribozimas cabeça de martelo clivam simultaneamente uma à outra quando ambas são expressas, mas essas ribozimas clivam um transcrito alvo quando expressas sozinhas.

Isso pode ser realizado apenas quando os ribossomos têm maior afinidade uns com os outros do que com o alvo. Como você disse no comentário, inserir algumas incompatibilidades na interação ribozima-alvo pode funcionar. Você pode precisar notar que, uma vez que as duas ribozimas são complementares uma à outra, mas clivam o mesmo alvo, as sequências alvo formarão um conjunto de duas regiões mutuamente complementares. Se separados o suficiente, pode não haver muito problema. De acordo com sua estratégia de design, acho que as UTRs são o melhor lugar para manter a sequência alvo da ribozima. Se você mantiver ambas as sequências alvo na 3'UTR (digamos), elas podem formar uma estrutura em gancho, o que pode interferir no direcionamento. Portanto, você pode inserir incompatibilidades que também desestabilizam o possível grampo de cabelo.

Já foi demonstrado na literatura que uma ribozima cabeça de martelo foi capaz de clivar os braços flanqueadores de outra ribozima?

Ainda não. Existem exemplos de autoclave, mas não os que se clivam mutuamente.


Ribozimas

A ribozima do satélite Varkud (VS) é uma molécula de RNA de ocorrência natural, encontrada no molde de pão Neurospora, que catalisa as reações de autoclivagem e ligação necessárias para o ciclo de vida do RNA do VS. É o maior membro conhecido das pequenas ribozimas autocliváveis ​​e o único nesta classe para a qual a estrutura não é conhecida na resolução atômica. Usando a transferência de energia de ressonância de fluorescência de molécula única (smFRET), estudamos como a dinâmica global da molécula influencia sua função como catalisador 1. No entanto, para obter insights mais detalhados sobre a estrutura tridimensional, dinâmica e mecanismo catalítico da ribozima VS, uma estrutura de cristal de raios-X de alta resolução da molécula completa é crucial. Para este fim, estamos tentando cristalizar a ribozima VS usando um novo método de purificação da ribozima em seu estado nativo, sem submetê-la a condições de desnaturação. Ao evitar as condições adversas da purificação tradicional por eletroforese em gel desnaturante, que pode causar o redobramento da molécula em estruturas errôneas, esperamos isolar uma população conformacionalmente homogênea mais propícia para estudos estruturais e de cristalização.

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Conteúdo

A sequência de DNA que codifica a sequência de aminoácidos em uma proteína é transcrita em uma cadeia de RNA mensageiro. Os ribossomos se ligam a RNAs mensageiros e usam suas sequências para determinar a sequência correta de aminoácidos para gerar uma determinada proteína. Os aminoácidos são selecionados e transportados para o ribossomo por moléculas de RNA de transferência (tRNA), que entram no ribossomo e se ligam à cadeia de RNA mensageiro por meio de uma alça de haste anti-códon. Para cada tripleto de codificação (códon) no RNA mensageiro, há um RNA de transferência que corresponde e carrega o aminoácido correto para incorporação em uma cadeia polipeptídica em crescimento. Uma vez que a proteína é produzida, ela pode se dobrar para produzir uma estrutura tridimensional funcional.

Um ribossomo é feito de complexos de RNAs e proteínas e, portanto, é um complexo de ribonucleoproteína. Cada ribossomo é composto por componentes pequenos (30S) e grandes (50S) chamados subunidades que estão ligados uns aos outros:

  1. (30S) tem principalmente uma função de decodificação e também está ligado ao mRNA
  2. (50S) tem principalmente uma função catalítica e também está ligado aos tRNAs aminoacilados.

A síntese de proteínas a partir de seus blocos de construção ocorre em quatro fases: iniciação, alongamento, terminação e reciclagem. O códon de iniciação em todas as moléculas de mRNA possui a sequência AUG. O códon de parada é um de UAA, UAG ou UGA, uma vez que não há moléculas de tRNA que reconhecem esses códons, o ribossomo reconhece que a tradução está completa. [5] Quando um ribossomo termina de ler uma molécula de mRNA, as duas subunidades se separam e geralmente são quebradas, mas podem ser reutilizadas. Os ribossomos são ribozimas, porque a atividade catalítica da peptidiltransferase que liga os aminoácidos é realizada pelo RNA ribossômico. Os ribossomos são frequentemente associados às membranas intracelulares que constituem o retículo endoplasmático rugoso.

Ribossomos de bactérias, arquéias e eucariotos no sistema de três domínios se assemelham a um grau notável, evidência de uma origem comum. Eles diferem em tamanho, sequência, estrutura e proporção de proteína para RNA. As diferenças na estrutura permitem que alguns antibióticos matem as bactérias inibindo seus ribossomos, enquanto não afetam os ribossomos humanos. Em todas as espécies, mais de um ribossomo pode se mover ao longo de uma única cadeia de mRNA ao mesmo tempo (como um polissoma), cada um "lendo" uma sequência específica e produzindo uma molécula de proteína correspondente.

Os ribossomos mitocondriais das células eucarióticas se assemelham funcionalmente a muitas características das bactérias, refletindo a provável origem evolutiva das mitocôndrias. [6] [7]

Os ribossomos foram observados pela primeira vez em meados da década de 1950 pelo biólogo celular romeno-americano George Emil Palade, usando um microscópio eletrônico, como partículas densas ou grânulos. [8] O termo "ribossomo" foi proposto pelo cientista Richard B. Roberts no final da década de 1950:

Durante o curso do simpósio, uma dificuldade semântica tornou-se aparente. Para alguns dos participantes, "microssomas" significam as partículas de ribonucleoproteína da fração de microssomas contaminadas por outra proteína e material lipídico para outros, os microssomas consistem em proteínas e lipídios contaminados por partículas. A frase "partículas microssômicas" não parece adequada e "partículas de ribonucleoproteína da fração microssomal" é muito estranha. Durante o encontro, foi sugerida a palavra "ribossomo", que tem um nome muito satisfatório e um som agradável. A presente confusão seria eliminada se "ribossomo" fosse adotado para designar partículas de ribonucleoproteína em tamanhos variando de 35 a 100S.

Albert Claude, Christian de Duve e George Emil Palade receberam conjuntamente o Prêmio Nobel de Fisiologia ou Medicina, em 1974, pela descoberta do ribossomo. [10] O Prêmio Nobel de Química de 2009 foi concedido a Venkatraman Ramakrishnan, Thomas A. Steitz e Ada E. Yonath por determinar a estrutura detalhada e o mecanismo do ribossomo. [11]

O ribossomo é uma máquina celular complexa. É amplamente composto de RNA especializado conhecido como RNA ribossômico (rRNA), bem como dezenas de proteínas distintas (o número exato varia ligeiramente entre as espécies). As proteínas ribossômicas e os rRNAs são organizados em duas partes ribossômicas distintas de tamanhos diferentes, geralmente conhecidas como subunidades grandes e pequenas do ribossomo. Os ribossomos consistem em duas subunidades que se encaixam (Figura 2) e funcionam como uma para traduzir o mRNA em uma cadeia polipeptídica durante a síntese de proteínas (Figura 1). Como são formados por duas subunidades de tamanho não igual, eles são ligeiramente mais longos no eixo do que no diâmetro.

Ribossomos bacterianos Editar

Os ribossomos bacterianos têm cerca de 20 nm (200 Å) de diâmetro e são compostos por 65% de rRNA e 35% de proteínas ribossômicas. [12] Os ribossomos eucarióticos têm entre 25 e 30 nm (250–300 Å) de diâmetro com uma relação rRNA-para-proteína próxima de 1. [13] Trabalho cristalográfico [14] mostrou que não há proteínas ribossômicas próximas ao local da reação para a síntese do polipeptídeo. Isso sugere que os componentes proteicos dos ribossomos não participam diretamente da catálise de formação de ligações peptídicas, mas sim que essas proteínas atuam como um arcabouço que pode aumentar a capacidade do rRNA de sintetizar proteínas (ver: Ribozima).

As subunidades ribossômicas de bactérias e eucariotos são bastante semelhantes. [16]

A unidade de medida usada para descrever as subunidades ribossômicas e os fragmentos de rRNA é a unidade de Svedberg, uma medida da taxa de sedimentação na centrifugação ao invés do tamanho. Isso explica por que os nomes dos fragmentos não somam: por exemplo, os ribossomos 70S bacterianos são feitos de subunidades 50S e 30S.

As bactérias têm ribossomos 70S, cada um consistindo em uma subunidade pequena (30S) e uma grande (50S). E. coli, por exemplo, tem uma subunidade de RNA 16S (consistindo em 1540 nucleotídeos) que está ligada a 21 proteínas. A grande subunidade é composta por uma subunidade de RNA 5S (120 nucleotídeos), uma subunidade de RNA 23S (2900 nucleotídeos) e 31 proteínas. [16]

Ribossomo de E. coli (uma bactéria) [17]: 962
ribossomo subunidade rRNAs r-proteínas
70S ANOS 50 23S (2904 nt) 31
5S (120 nt)
30S 16S (1542 nt) 21

Marcador de afinidade para os locais de ligação de tRNA no E. coli O ribossomo permitiu a identificação de proteínas do local A e P mais provavelmente associadas à atividade da peptidiltransferase. As proteínas marcadas são L27, L14, L15, L16, L2, pelo menos L27 está localizado no sítio doador, como mostrado por E. Collatz e A.P. Czernilofsky. [18] [19] Pesquisas adicionais demonstraram que as proteínas S1 e S21, em associação com a extremidade 3 'do RNA ribossômico 16S, estão envolvidas na iniciação da tradução. [20]

Ribossomos Archaeal Editar

Os ribossomos arqueados compartilham as mesmas dimensões gerais dos bactérias, sendo um ribossomo 70S composto de uma subunidade grande 50S, uma subunidade pequena 30S e contendo três cadeias de rRNA. No entanto, no nível da sequência, eles estão muito mais próximos dos eucarióticos do que dos bacterianos. Cada arqueia ribossômica extra comparada às bactérias tem uma contraparte eucariótica, enquanto nenhuma relação desse tipo se aplica entre arquéias e bactérias. [21]

Ribossomos eucarióticos Editar

Os eucariotos têm ribossomos 80S localizados em seu citosol, cada um consistindo em uma subunidade pequena (40S) e uma grande (60S). Sua subunidade 40S tem um RNA 18S (1900 nucleotídeos) e 33 proteínas. [22] [23] A subunidade grande é composta de subunidades de RNA 5S (120 nucleotídeos), RNA 28S (4700 nucleotídeos), RNA 5.8S (160 nucleotídeos) e 46 proteínas. [16] [22] [24]

ribossomos citosólicos eucarióticos (R. norvegicus) [17] : 65
ribossomo subunidade rRNAs r-proteínas
ANOS 80 ANOS 60 28S (4718 nt) 49
5,8S (160 nt)
5S (120 nt)
40S 18S (1874 nt) 33

Durante 1977, Czernilofsky publicou uma pesquisa que usou a marcação de afinidade para identificar locais de ligação de tRNA em ribossomos de fígado de rato. Várias proteínas, incluindo L32 / 33, L36, L21, L23, L28 / 29 e L13 foram implicadas como estando no ou próximo ao centro de peptidil transferase. [25]

Plastoribossomos e mitorribossomos Editar

Nos eucariotos, os ribossomos estão presentes nas mitocôndrias (às vezes chamados de mitocôndrios) e em plastídeos como os cloroplastos (também chamados de plastoribossomos). Eles também consistem em subunidades grandes e pequenas unidas com proteínas em uma partícula 70S. [16] Esses ribossomos são semelhantes aos das bactérias e acredita-se que essas organelas tenham se originado como bactérias simbióticas. [16] Dos dois, os ribossomos cloroplásticos estão mais próximos dos bacterianos do que os mitocrondriais. Muitos pedaços de RNA ribossômico na mitocrôndria são encurtados e, no caso do rRNA 5S, substituídos por outras estruturas em animais e fungos. [26] Em particular, Tarentolae de leishmania tem um conjunto minimizado de rRNA mitocondrial. [27] Em contraste, os mitorribossomos vegetais têm rRNA estendido e proteínas adicionais em comparação com bactérias, em particular, muitas proteínas repetidas de pentatricopetídeos. [28]

As algas criptomonada e clorarachniófita podem conter um nucleomorfo que se assemelha a um núcleo eucariótico vestigial. [29] Os ribossomos 80S eucarióticos podem estar presentes no compartimento que contém o nucleomorfo. [ citação necessária ]

Fazendo uso das diferenças Editar

As diferenças entre os ribossomos bacterianos e eucarióticos são exploradas por químicos farmacêuticos para criar antibióticos que podem destruir uma infecção bacteriana sem danificar as células da pessoa infectada. Devido às diferenças em suas estruturas, os ribossomos 70S bacterianos são vulneráveis ​​a esses antibióticos, enquanto os ribossomos 80S eucarióticos não são. [30] Embora as mitocôndrias possuam ribossomos semelhantes aos bacterianos, as mitocôndrias não são afetadas por esses antibióticos porque são circundadas por uma membrana dupla que não admite facilmente esses antibióticos na organela. [31] Um contra-exemplo digno de nota, entretanto, inclui o antibiótico antineoplásico cloranfenicol, que inibe com sucesso os ribossomos 50S mitocondriais 50S bacterianos e eucarióticos. [32] O mesmo das mitocôndrias não pode ser dito dos cloroplastos, onde a resistência aos antibióticos em proteínas ribossômicas é uma característica a ser introduzida como um marcador na engenharia genética. [33]

Propriedades comuns Editar

Os vários ribossomos compartilham uma estrutura central, que é bastante semelhante, apesar das grandes diferenças de tamanho. Muito do RNA é altamente organizado em vários motivos estruturais terciários, por exemplo, pseudo-nós que exibem empilhamento coaxial. O RNA extra nos ribossomos maiores está em várias inserções longas e contínuas, [34] de modo que eles formam laços fora da estrutura central sem interrompê-la ou alterá-la. [16] Toda a atividade catalítica do ribossomo é realizada pelo RNA em que as proteínas residem na superfície e parecem estabilizar a estrutura. [16]

Estrutura de alta resolução Editar

A estrutura molecular geral do ribossomo é conhecida desde o início dos anos 1970. No início dos anos 2000, a estrutura foi alcançada em altas resoluções, da ordem de alguns ångströms.

Os primeiros artigos que fornecem a estrutura do ribossomo em resolução atômica foram publicados quase simultaneamente no final de 2000. A subunidade 50S (procariótica grande) foi determinada a partir do archaeon Haloarcula marismortui [35] e a bactéria Deinococcus radiodurans, [36] e a estrutura da subunidade 30S foi determinada a partir de Thermus thermophilus. [15] Esses estudos estruturais foram agraciados com o Prêmio Nobel de Química em 2009. Em maio de 2001, essas coordenadas foram usadas para reconstruir o todo T. thermophilus Partícula 70S com resolução de 5,5 Å. [37]

Dois artigos foram publicados em novembro de 2005 com estruturas de Escherichia coli Ribossomo 70S. As estruturas de um ribossomo vazio foram determinadas com resolução de 3,5 Å usando cristalografia de raios-X. [38] Então, duas semanas depois, uma estrutura baseada em microscopia crioeletrônica foi publicada, [39] que descreve o ribossomo com resolução de 11-15 Å no ato de passar uma fita de proteína recentemente sintetizada para o canal condutor de proteína.

As primeiras estruturas atômicas do ribossomo complexadas com moléculas de tRNA e mRNA foram resolvidas usando cristalografia de raios-X por dois grupos independentemente, a 2,8 Å [40] e a 3,7 Å. [41] Essas estruturas permitem ver os detalhes das interações do Thermus thermophilus ribossomo com mRNA e com tRNAs ligados a sítios ribossômicos clássicos. As interações do ribossomo com longos mRNAs contendo sequências de Shine-Dalgarno foram visualizadas logo em seguida com resolução de 4,5–5,5 Å. [42]

Em 2011, a primeira estrutura atômica completa do ribossomo 80S eucariótico da levedura Saccharomyces cerevisiae foi obtido por cristalografia. [22] O modelo revela a arquitetura de elementos específicos de eucariotos e sua interação com o núcleo universalmente conservado. Ao mesmo tempo, o modelo completo de uma estrutura ribossômica 40S eucariótica em Tetrahymena thermophila foi publicado e descreveu a estrutura da subunidade 40S, bem como muito sobre a interação da subunidade 40S com eIF1 durante o início da tradução. [23] Da mesma forma, a estrutura da subunidade eucariótica 60S também foi determinada a partir de Tetrahymena thermophila em complexo com eIF6. [24]

Os ribossomos são partículas minúsculas que consistem em RNA e proteínas associadas que funcionam para sintetizar proteínas. As proteínas são necessárias para muitas funções celulares, como reparar danos ou direcionar processos químicos. Os ribossomos podem ser encontrados flutuando no citoplasma ou presos ao retículo endoplasmático. Sua principal função é converter o código genético em uma sequência de aminoácidos e construir polímeros de proteínas a partir de monômeros de aminoácidos.

Os ribossomos atuam como catalisadores em dois processos biológicos extremamente importantes chamados de transferência de peptidil e hidrólise de peptidil. [43] O "centro PT é responsável pela produção de ligações de proteínas durante o alongamento da proteína". [43]

Edição de tradução

Os ribossomos são os locais de trabalho da biossíntese de proteínas, o processo de tradução do mRNA em proteína. O mRNA compreende uma série de códons que são decodificados pelo ribossomo para formar a proteína. Usando o mRNA como molde, o ribossomo atravessa cada códon (3 nucleotídeos) do mRNA, emparelhando-o com o aminoácido apropriado fornecido por um aminoacil-tRNA. O aminoacil-tRNA contém um anticódon complementar em uma extremidade e o aminoácido apropriado na outra. Para o reconhecimento rápido e preciso do tRNA apropriado, o ribossomo utiliza grandes mudanças conformacionais (revisão conformacional). [44] A pequena subunidade ribossômica, tipicamente ligada a um aminoacil-tRNA contendo o primeiro aminoácido metionina, liga-se a um códon AUG no mRNA e recruta a grande subunidade ribossômica. O ribossomo contém três sítios de ligação de RNA, designados A, P e E. O sítio A se liga a um aminoacil-tRNA ou fatores de liberação de terminação [45] [46] o sítio P se liga a um peptidil-tRNA (um tRNA ligado ao poli -peptídeo) e o local E (saída) se liga a um tRNA livre. A síntese de proteínas começa em um códon inicial AUG próximo à extremidade 5 'do mRNA. O mRNA se liga primeiro ao sítio P do ribossomo. O ribossomo reconhece o códon de início usando a sequência Shine-Dalgarno do mRNA em procariotos e a caixa de Kozak em eucariotos.

Embora a catálise da ligação peptídica envolva a hidroxila C2 da adenosina do local P do RNA em um mecanismo de transporte de prótons, outras etapas na síntese de proteínas (como a translocação) são causadas por alterações nas conformações das proteínas. Uma vez que seu núcleo catalítico é feito de RNA, os ribossomos são classificados como "ribozimas", [47] e acredita-se que eles possam ser remanescentes do mundo do RNA. [48]

Na Figura 5, ambas as subunidades ribossomais (pequenas e grandes) se reúnem no códon de início (em direção à extremidade 5 'do mRNA). O ribossomo usa tRNA que corresponde ao códon atual (tripleto) no mRNA para anexar um aminoácido à cadeia polipeptídica. Isso é feito para cada trinca no mRNA, enquanto o ribossomo se move em direção à extremidade 3 'do mRNA. Normalmente em células bacterianas, vários ribossomos estão trabalhando paralelamente em um único mRNA, formando o que é chamado de polirribossomo ou polissomo.

Edição de dobra cotranslacional

O ribossomo é conhecido por participar ativamente do enovelamento das proteínas. [49] [50] As estruturas obtidas dessa forma são geralmente idênticas às obtidas durante o redobramento químico da proteína, no entanto, as vias que levam ao produto final podem ser diferentes. [51] [52] Em alguns casos, o ribossomo é crucial para a obtenção da forma de proteína funcional. Por exemplo, um dos possíveis mecanismos de dobramento das proteínas profundamente nodosas depende do ribossomo empurrando a cadeia através da alça anexada. [53]

Adição de aminoácidos independentes da tradução Editar

A presença de uma proteína de controle de qualidade do ribossomo Rqc2 está associada ao alongamento da proteína independente do mRNA. [54] [55] Este alongamento é resultado da adição ribossomal (via tRNAs trazidos por Rqc2) de GATO caudas: ribossomos estendem o C-terminus de uma proteína paralisada com sequências aleatórias independentes da tradução de umalanines e threoninas. [56] [57]

Os ribossomos são classificados como "livres" ou "ligados à membrana".

Os ribossomos livres e ligados à membrana diferem apenas em sua distribuição espacial, eles são idênticos em estrutura. Se o ribossomo existe em um estado livre ou ligado à membrana depende da presença de uma sequência de sinal de alvejamento de ER na proteína que está sendo sintetizada, então um ribossomo individual pode ser ligado à membrana quando está produzindo uma proteína, mas livre no citosol quando faz outra proteína.

Ribossomos são às vezes chamados de organelas, mas o uso do termo organela é frequentemente restrito a descrever componentes subcelulares que incluem uma membrana fosfolipídica, que os ribossomos, sendo inteiramente particulados, não incluem. Por esse motivo, os ribossomos às vezes podem ser descritos como "organelas não membranosas".

Ribossomos grátis Editar

Os ribossomos livres podem mover-se em qualquer parte do citosol, mas são excluídos do núcleo da célula e de outras organelas. Proteínas que são formadas a partir de ribossomos livres são liberadas no citosol e usadas dentro da célula. Uma vez que o citosol contém altas concentrações de glutationa e é, portanto, um ambiente redutor, proteínas contendo ligações dissulfeto, que são formadas a partir de resíduos de cisteína oxidados, não podem ser produzidas nele.

Ribossomos ligados à membrana Editar

Quando um ribossomo começa a sintetizar proteínas que são necessárias em algumas organelas, o ribossomo que faz essa proteína pode se tornar "ligado à membrana". Nas células eucarióticas, isso acontece em uma região do retículo endoplasmático (RE) chamada de "RE áspero". As cadeias polipeptídicas recém-produzidas são inseridas diretamente no RE pelo ribossomo que realiza a síntese vetorial e, em seguida, são transportadas para seus destinos, por meio da via secretora. Os ribossomos ligados geralmente produzem proteínas que são usadas dentro da membrana plasmática ou são expelidas da célula por meio de exocitose. [58]

Nas células bacterianas, os ribossomos são sintetizados no citoplasma por meio da transcrição de vários operons do gene do ribossomo. Em eucariotos, o processo ocorre tanto no citoplasma da célula quanto no nucléolo, que é uma região dentro do núcleo da célula. O processo de montagem envolve a função coordenada de mais de 200 proteínas na síntese e processamento dos quatro rRNAs, bem como na montagem desses rRNAs com as proteínas ribossomais.

O ribossomo pode ter se originado primeiro em um mundo de RNA, aparecendo como um complexo autorreplicante que só mais tarde desenvolveu a capacidade de sintetizar proteínas quando os aminoácidos começaram a aparecer. [59] Estudos sugerem que ribossomos antigos construídos exclusivamente de rRNA podem ter desenvolvido a capacidade de sintetizar ligações peptídicas. [60] [61] [62] Além disso, as evidências apontam fortemente para os ribossomos antigos como complexos autorreplicantes, em que o rRNA nos ribossomos tinha propósitos informativos, estruturais e catalíticos, porque poderia ter codificado para tRNAs e proteínas necessárias para o ribossoma autorreplicação. [63] Organismos celulares hipotéticos com RNA autorreplicante, mas sem DNA, são chamados de ribócitos (ou ribocélulas). [64] [65]

À medida que os aminoácidos gradualmente apareciam no mundo do RNA sob condições pré-bióticas, [66] [67] suas interações com o RNA catalítico aumentariam tanto o alcance quanto a eficiência da função das moléculas de RNA catalítico. [59] Assim, a força motriz para a evolução do ribossomo de uma antiga máquina autorreplicadora para sua forma atual como uma máquina translacional pode ter sido a pressão seletiva para incorporar proteínas nos mecanismos de autorreplicação do ribossomo, de modo a aumentar sua capacidade de autorreplicação. [63] [68] [69]

Os ribossomos são composicionalmente heterogêneos entre as espécies e até mesmo dentro da mesma célula, como evidenciado pela existência de ribossomos citoplasmáticos e mitocôndricos nas mesmas células eucarióticas. Certos pesquisadores sugeriram que a heterogeneidade na composição das proteínas ribossomais em mamíferos é importante para a regulação gênica, ou seja,, a hipótese do ribossomo especializado. [70] [71] No entanto, essa hipótese é controversa e o tópico de pesquisas em andamento. [72] [73]

A heterogeneidade na composição do ribossomo foi proposta pela primeira vez para estar envolvida no controle translacional da síntese de proteínas por Vince Mauro e Gerald Edelman. [74] Eles propuseram a hipótese do filtro de ribossomo para explicar as funções regulatórias dos ribossomos. As evidências sugerem que ribossomos especializados específicos para diferentes populações de células podem afetar a forma como os genes são traduzidos. [75] Algumas proteínas ribossômicas trocam do complexo montado com cópias citosólicas [76], sugerindo que a estrutura do na Vivo ribossomo pode ser modificado sem sintetizar um novo ribossomo inteiro.

Certas proteínas ribossomais são absolutamente críticas para a vida celular, enquanto outras não. Na levedura de brotamento, 14/78 proteínas ribossomais não são essenciais para o crescimento, enquanto em humanos isso depende da célula em estudo. [77] Outras formas de heterogeneidade incluem modificações pós-tradução em proteínas ribossomais, como acetilação, metilação e fosforilação. [78] Arabidopsis, [79] [80] [81] [82] Os locais de entrada viral interna do ribossomo (IRESs) podem mediar as traduções por ribossomos de composição distinta. Por exemplo, unidades ribossômicas 40S sem eS25 em células de levedura e mamíferos são incapazes de recrutar IRES de IGR de CrPV. [83]

A heterogeneidade das modificações do RNA ribossômico desempenha um papel importante na manutenção e / ou função estrutural e a maioria das modificações do mRNA são encontradas em regiões altamente conservadas. [84] [85] As modificações mais comuns de rRNA são a pseudouridilação e 2'-O metilação da ribose. [86]


Ribossomos engenheirados quimicamente: uma nova fronteira em biologia sintética

Autor (es): Anna Chirkova, Matthias Erlacher, Ronald Micura, Norbert Polacek Innsbruck Biocenter, Universidade Médica de Innsbruck, Divisão de Genômica e RNomics, Fritz-Pregl-Strasse 3, 6020 Innsbruck, Áustria., Áustria

Afiliação:

Nome do jornal: Química Orgânica Atual

Volume 14, Edição 2, 2010




Resumo:

Os nucleotídeos de RNA quimicamente modificados foram introduzidos no passado em várias ribozimas, a fim de compreender o dobramento de RNA e o mecanismo de catálise de RNA. Recentemente, o ribossomo, a maior ribozima natural conhecida até agora, foi adicionado à lista de enzimas passíveis de biologia sintética. Os ribossomos quimicamente modificados foram ativos em vários ensaios funcionais, incluindo reação de transferência de peptidil de turnover único, bem como ensaios de tradução in vitro. A síntese em fase sólida de vários análogos de nucleotídeos não naturais e sua subsequente introdução no centro catalítico do ribossomo, revelou a ribose 2-OH na posição A2451 do RNA ribossômico 23S como grupo funcional chave para a síntese da ligação amida. Ao alterar as características químicas da ribose em A2451, substituindo seu 2-OH por grupos funcionais selecionados, demonstrou que a capacidade doador de hidrogênio é essencial para uma transpeptidação eficiente. Essas descobertas, em combinação com os dados acumulados nos últimos anos, permitiram propor um modelo abrangente para a síntese de ligações peptídicas em que o A2451 2-OH auxilia diretamente no posicionamento de um dos substratos de tRNA por meio da formação de ligações de hidrogênio e, portanto, suporta a síntese de ligações de amida por meio um mecanismo de transporte de prótons. É concebível que sistemas de tradução livres de células que empregam ribossomos quimicamente projetados racionalmente possam ser estabelecidos em um futuro próximo para produzir peptídeos e proteínas que abrigam aminoácidos não naturais.

Química Orgânica Atual

Título: Ribossomos engenheirados quimicamente: uma nova fronteira em biologia sintética

VOLUME: 14 EDIÇÃO: 2

Autor (es):Anna Chirkova, Matthias Erlacher, Ronald Micura e Norbert Polacek

Afiliação:Innsbruck Biocenter, Universidade Médica de Innsbruck, Divisão de Genômica e RNomics, Fritz-Pregl-Strasse 3, 6020 Innsbruck, Áustria.

Resumo: Os nucleotídeos de RNA quimicamente modificados foram introduzidos no passado em várias ribozimas, a fim de compreender o dobramento do RNA e o mecanismo de catálise do RNA. Recentemente, o ribossomo, a maior ribozima natural conhecida até hoje, foi adicionado à lista de enzimas passíveis de biologia sintética. The chemically engineered ribosomes were active in various functional assays including single-turnover peptidyl transfer reaction as well as in vitro translation assays. Solid-phase synthesis of several non-natural nucleotide analogs and their subsequent introduction into the catalytic center of the ribosome, revealed the ribose 2-OH at position A2451 of 23S ribosomal RNA as key functional group for amide bond synthesis. By altering the chemical characteristics of the ribose at A2451 by replacing its 2-OH with selected functional groups demonstrated that hydrogen donor capability is essential for efficient transpeptidation. These findings in combination with data that accumulated over the past years allowed to propose a comprehensive model for peptide bond synthesis in which the A2451 2-OH directly assists in positioning one of the tRNA substrates via hydrogen-bond formation and thus supports amide bond synthesis via a proton shuttle mechanism. It is conceivable that cell-free translation systems employing rationally designed chemically engineered ribosomes can be established in the near future to produce peptides and proteins harboring unnatural amino acids.


The Ribosome Challenge to the RNA World

An RNA World that predated the modern world of polypeptide and polynucleotide is one of the most widely accepted models in origin of life research. In this model, the translation system shepherded the RNA World into the extant biology of DNA, RNA, and protein. Here, we examine the RNA World Hypothesis in the context of increasingly detailed information available about the origins, evolution, functions, and mechanisms of the translation system. We conclude that the translation system presents critical challenges to RNA World Hypotheses. Firstly, a timeline of the RNA World is problematic when the ribosome is incorporated. The mechanism of peptidyl transfer of the ribosome appears distinct from evolved enzymes, signaling origins in a chemical rather than biological milieu. Secondly, we have no evidence that the basic biochemical toolset of life is subject to substantive change by Darwinian evolution, as required for the transition from the RNA world to extant biology. Thirdly, we do not see specific evidence for biological takeover of ribozyme function by protein enzymes. Finally, we can find no basis for preservation of the ribosome as ribozyme or the universality of translation, if it were the case that other information transducing ribozymes, such as ribozyme polymerases, were replaced by protein analogs and erased from the phylogenetic record. We suggest that an updated model of the RNA World should address the current state of knowledge of the translation system.

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The Ribosome is a Ribozyme: A Look Into the Work of Nobel Prize Winner Thomas Steitz

In the office of Thomas Steitz, Sterling Professor of Molecular Biophysics and Biochemistry and Professor of Chemistry, there are numerous small models of each of the various macromolecular machines that his laboratory has “solved.”

It is an impressive collection that consists of an HIV-1 reverse transcriptase, a set of DNA polymerases in various states along the DNA replication pathway, a pyrrolysyl-tRNA synthetase, and a ribosome.

“My laboratory has been interested in understanding the mechanisms of the molecular machinery involved in the Cen­tral Dogma,” noted Steitz. “We want to make connections between structure and function.”

The Central Dogma of Biology tells us that DNA is transcribed to make a type of RNA, which in turn provides the molecu­lar template to makes proteins, a process termed translation. However, many of the details of that big-picture flow remain to be understood.

During the past several decades, the Steitz laboratory has made considerable advances in elucidating the mechanisms of DNA replication, transcription, and trans­lation. By selecting to study each molecule individually, atomics maps of a variety of macromolecules have been determined.

Many of these advances have led to new rational-based approaches for drug design as well as insight into fundamental pathways in life. Collectively, these results have allowed researchers to understand life at an unprecedented level.

One of Steitz’s most significant achieve­ments came in 2000, when he published a high-resolution structure of the large subunit of the ribosome, the protein synthesis machinery of both prokaryotic and eukaryotic cells. This accomplishment revealed a multitude of details regarding the fundamental macromolecule.

Among these details was the demonstra­tion that the active site of the ribosome is composed solely of ribonucleic acid (RNA). This observation had ground­breaking implications in understanding the molecular evolution of life.

Recently Steitz, along with Venkatraman Ramakrishnan from the United Kingdom and Ada E. Yonath from Israel, was awarded the 2009 Nobel Prize in Chemistry for “studies of the structure and function of the ribosome.” In their press releases, the Nobel Prize Committee notes both the scientific and clinical applications of Steitz’ achievements. The 1.4 million dollar prize was given at the annual awards ceremony in Stockholm, Sweden.

“It is an honor to receive the recogni­tion of the international science commu­nity,” noted Steitz as he stared at a pile of unopened congratulatory letters and cards resting on his office desk.

By employing a powerful technique in structural biophysics, X-ray crystallography, Steitz, Ramakrishnan, and Yonath were able to position each of the atoms of the ribo­some, a molecule that is approximately 2.5 x 106 Daltons in mass and 200 angstroms in diameter. The three researchers pub­lished the crystal structure independently of one other.

X-ray crystallography is one of the most fundamental yet powerful techniques for solving the structure of macromolecules. At present, it is the one possible way of studying the position of individual atoms.

In X-ray crystallography, researchers purify a macromolecule using a variety of column chromatography techniques (such as gel-filtration or ion-exchange). Once a sample is sufficiently pure, it is added in various concentrations to a variety of buffer solutions in an attempt to order the molecules and form well-defined protein crystals. This particular process is labori­ous and, in many circumstances, may take years to perfect.

Once a crystal is formed, it is taken to a particular type of particle accelerator known as a synchrotron, where it is bom­barded with high-energy X-rays. The X-rays hit the atoms within the crystal and produce a diffraction pattern, which represents the positions of individual atoms. After analysis of a multitude of diffraction patterns, a final structure is modeled using crystallog­raphy software and rigorously examined to ensure that it accurately represents the in vivo structure.

Using a process similar to that outlined above, Steitz was able to solve the structure of the ribosome. However, given the size and complexity of the ribosome, numerous technical difficulties were presented, which Steitz had to overcome before completely solving the structure.

Peter Moore, Sterling Professor of Chemistry, Professor of Molecular Bio­physics and Biochemistry, and a long-time collaborator and friend of Steitz, notes that once ribosome crystals were formed, it was relatively simple to measure the diffraction pattern of the macromolecule. However, determining the relative phases of each of the thousands of reflections contained was a difficult task.

The “phase problem” as it has been called in X-ray crystallography is a loss of phase information when taking physical measurements. The light detectors that are used in diffraction experiments collect only the intensity of the light. Since wavelengths contain both amplitudeand phase a crucial piece of information is lost. This informa­tion must be reconstituted to effectively determine the electron density map of a macromolecule, in this case the ribosome.

To circumvent the phase challenge, Steitz modified and then applied an approach Max Perutz devised to solve structures of macromolecules. He utilized a large multi-atom tungsten cluster to serve as a “reference point.” This cluster would bind with the ribosome and diffract as a distinct reference spot. This reference information allowed Steitz to form a complete data once multiple partial sets were integrated.

An additional problem rests within the limitations of computing software. As Steitz states, “The computer technology used in solving the ribosome was not available until the 1990s. It would have been impossible to accomplish the task before then.”

Overall, Steitz had to employ familiar techniques in a novel fashion.” Once these problems were solved, solving the structure of the ribosome was relatively straight-forward,” noted Steitz. Utilizing the complete diffraction data, which contained the phase information, Steitz performed a Fourier synthesis to determine the electron density of the ribosome and subsequently, its structure.

Co-crystal structure of an antibiotic bound to the large ribosomal subunit. Image courtesy of Thomas Steitz.

Today the Steitz laboratory is tackling a plethora of new questions in molecu­lar biology. For instance, his laboratory has recently solved many structures of the ribosome complexed with a variety of antibiotics to provide a textbook for ribosome-targeted, rational-based drug design. Already, these structural insights are being successfully employed at Rib-X Pharmaceuticals, a company both Steitz and Moore help establish in New Haven, to design a new generation of effective anti­biotics. Furthermore, Steitz is investigating the various states of the ribosome during the translation pathway. These studies have the potential for profound effects in medicine and pharmaceuticals.

Peter Moore remarked, “By understand­ing how various antibiotics target the ribo­some, you can learn how to develop entire new classes of antibiotics.”

The structure of the ribosome for Steitz is not the conclusion of a journey, but the beginning of an exciting one. “For every answered question,” he said, “ten more emerge. No matter how much one pathway or process is studied, there will always be questions left unanswered.”

Sobre o autor
PHONG LEE is a junior in Branford College majoring in Molecular Biophysics and Bio­chemistry. He is currently working in Professor Yorgo E. Modis’s laboratory studying both the structural mechanism of innate immunity and the membrane fusion of the Hepatitis-G virus.

Reconhecimentos
The author would like to thank Professor Thomas Steitz, Professor Peter Moore, and Ms. Peggy A. Eatherton for their assistance with the article.


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Ribosome the ultimate protein synthesizing nano machine

23nm, 1nm=10 -9 M) and complexity in its function ie synthesizing thousands of proteins required for the cell, is not easy to comprehend. I think, I don’t have the knowledge to site any known machine in size or complexity as marvellous as ribosomes and that is it.

15000, ribosomes, making up 25% of the dry weight of the cell. In prokaryotes, ribosomes are smaller and made up of two unequal subunits 30S and 50S (Svedberg unit) and combined to form a sedimentation co-efficient of 70S (18nm diameter). Whereas, Eukaryotic ribosomes are bigger (23nm) and more complex, 80S and made up of subunits 40S and 60S.

100). Electron microscopic study revealed tandem repeats of rRNA genes (rDNA) are situated along the DNA molecule. The selective amplification of rDNA is necessary for production of large number of ribosomes that are required for fertilized egg to synthesize enough proteins for embryonic development. The transcription of rDNA is mediated by RNA polymerase I (an RNA pol I for every 100 bp of DNA). The rRNA precursor is further processed by RNA and proteins to form final rRNA product. Adjacent rDNA genes are separated by spacer DNA which is not transcribed.


Back to the future of RNA structure

The first issue of RNA appeared 20 years ago in March, 1995 with Tim Nilsen as Editor, with a cover that featured a ribbon diagram of a model of the self-splicing Group I intron based on phylogenetic analysis by Francois Michel and Eric Westhof. At that time, there were fewer than 15 RNA structures, including RNA-DNA and RNA-protein complexes, in the Brookhaven Data Base (now known as the Protein Data Base). By the end of 1996, there were over 40 this 𠇎xplosive” growth in RNA structural studies led to the first ever meeting on RNA Structure, organized by Harry Noller and others and held at UC Santa Cruz in June, 1997. Olke Uhlenbeck was recruited to write a review of that meeting, and he in turn recruited Art Pardi and myself to help him (Uhlenbeck, Pardi, and Feigon, Célula, 1997). Looking back, it was an exciting time! The review of the meeting provides a window into that time frame. The structure of the Tetrahymena group I intron P4/P6 domain had just been published (Cate et al Doudna, Natureza, 1996), which, at 160 nt, was the largest RNA structure solved since the 96 nt phenylalanine tRNA structures reported 22 years earlier independently by the Aaron Klug and Alex Rich labs. (The P4/P6 structure became the second cover picture of RNA, volumes 3𠄶 from 1997�.) This structure verified many structural predictions based on biochemical data while also providing atomic details of helical structure, folding, packing, and interactions, many of which could not have been predicted. About 33 other RNA (only) solution NMR (23) and X-ray crystal (10) structures were presented in talks and posters at the meeting (about half of which were not yet published). These comprised domains of rRNA (the largest being 62 nt of 5S rRNA), viral RNAs, ribozymes, mRNA, and snRNAs the hammerhead ribozyme in vitro selected RNA aptamers and RNA duplexes. On a personal note, our first structure of an RNA aptamer, the ATP aptamer bound to AMP, was published in RNA (Dieckman et al. 1996), with an accompanying perspective on NMR structures of aptamers by Tom Cech and Alexander Szewczak. Each of these RNA structures revealed details of new and/or common RNA structure motifs, including U-turns, A-platforms, reverse sugars, inter-strand purine stacks, base zippers, base triples, base quadruples, and pseudoknots, irregular helices with non-Watson-Crick base pairs, bulges, internal loops and tetraloops, along with details of the long range tetraloop receptor-tetraloop interactions. Major themes of the 1997 meeting, in addition to structures of small RNA motifs, were roles of monovalent and divalent cations on folding, stability, and catalysis including the hammerhead ribozyme, biochemical and computational methods for determining RNA folding and dynamics, structures of RNA-protein complexes, and predictions of large RNA structures (i.e., group II intron, RNAse P RNA, rRNA) based on phylogenetic, thermodynamic, cross-linking, chemical probing, and other data. Of the RNA-protein complexes were structures of tRNA bound to tRNA synthetases and to elongation facture Tvocê, but only a few examples of other RNA-protein complexes. These included crystal structures of a complex of virus MS2 coat protein bound to a hairpin RNA, the first dsRBD-RNA complex by Steve Schultze, U2A-U2B′′RRM-RNA ternary complex by Kiyoshi Nagai, and the first solution NMR structure of an RNA-protein complex, the U1A N-terminal RRM with U1A mRNA fragment from Gabriele Varani's lab presented by his former graduate student and my then current postdoc Frederic Allain. Nearly 20 years ago the ribosome was considered “the ultimate example of a big problem in RNA structural biology.” Pictures of ribosome crystals were shown by Harry Noller and Tom Steitz, but solving X-ray structures of the ribosome still appeared to be a monumental challenge.

Despite our predictions to the contrary, the first high-resolution structures of the ribosome were published before the millennium (and the 16S rRNA structure in the 70S ribosome was on the cover of RNA for volumes 7 and 8, years 2001�). Today we have many structures of ribosomal small and large subunits, complete ribosomes, and ribosomes with different subunits, at various stages of translation, and with inhibitors. While still a challenge, many crystal structures of complete ribozymes as well as riboswitches have been determined. A current search for RNA in the PDB yielded 1068 structure hits, of which 248 were published in RNA (and since 2003 each issue of RNA has featured a different structure on the cover).

Quando o RNA journal began and the first RNA Structure meeting was held, it appeared evident that RNA structural biology had reached a new frontier. Yet as that frontier has receded, new frontiers have come into view. While the major themes of the first RNA Structure meeting would be familiar to readers of RNA in a meeting held in 2015, the field of RNA molecular and structural biology has expanded enormously. Twenty years ago the known important RNAs were tRNA, mRNA, rRNA, snRNAs, ribozymes, introns, viral RNAs (pseudoknots), and in vitro selected aptamers. Small nucleolar RNAs were just starting to be characterized and 7SK RNA was an exception to the rule. Even the most RNA-centric “RNA world” scientist could not have predicted the prevalence and variety of biologically important RNAs and RNPs and their myriad functions that have now been discovered. A recent elegant review by Tom Cech and Joan Steitz (Célula, 2014) lists 54 Aulas of RNA, including many with vast numbers such as riboswitches, lncRNAs, microRNAs, snoRNAs and scaRNAs. Many of these non-coding RNAs function as a component of RNPs, and many of the RNPs are dynamic assemblies with proteins that come on and off a core RNP for regulation of function. Many RNAs also assume different structures for different functions, e.g., viral RNAs as well as riboswitches. The growing numbers of functional non-coding RNA and RNPs present new targets as well as new challenges for RNA structural biology.

Fortunately, the last few years have presented structural biologists with new and improved tools for structural biology. Once crystals are obtained, data collection at synchrotrons can be fast and efficient. New NMR methods for RNA structure determination, for investigating RNA dynamics over a wide range of time scales, and for detecting small populations (invisible states) of RNA conformations have been developed, and NMR is also one of the best tools for detecting weak interactions. Small angle X-ray scattering (SAXS) has emerged as a useful tool to determine overall shapes of RNAs and RNPs, and is particularly useful when used in combination with high-resolution structures of domains. Fluorescence resonance energy transfer (FRET) and especially single molecule FRET (smFRET) have been used to decipher conformational changes in riboswitches, the ribosome, telomerase, and more. Negative stain and cryolectron microscopy has been and will continue to be tremendously useful for studying RNA assemblies even when only lower resolution EM maps are obtained, as subunits can be localized by affinity labeling and the maps can be fit with higher resolution crystal and NMR structures of domains. This was the case for the EM structure of Tetrahymena telomerase, a collaboration between the laboratories of Kathy Collins, Hong Zhou, and myself (Jiang et al., Zhou, Collins, Feigon, Natureza, 2013). But perhaps nothing is more significant than the amazing and ongoing progress in cryoEM single particle analysis over the past couple of years (Bai, McMullan, Scheres, TIBS, 2015). The recent development of direct-electron detectors and improved image processing have together led to determination of EM structures at resolutions better than 3.5 Å. Notable among these for the RNA field are several structures of ribosomes including the recently reported structure of the human mitochondrial ribosome large subunit. Some major advantages of cryoEM are the very small amounts of sample needed (as little as 0.1 mg), no requirement for crystallization (for X-ray structures), and in favorable cases the ability to sort out sample impurities and structural heterogeneity during image classification. Although still a considerable challenge, it is also clear that near atomic resolution EM structures are not necessarily limited to large assemblies like the ribosome. A very recent 2.9 Å EM structure of the 440 kD anthrax pore assembly provides an example. Applications of cryoEM to RNA and RNPs other than the ribosome using the new hardware and software are only just beginning, and will clearly bring many exciting new results in the years to come. There are a number of challenges unique to RNA that will need to be overcome, including RNA inter-domain flexibility. A hybrid structural biology approach, incorporating data from NMR, X-ray crystallography, and low and high resolution EM will provide a path to determine not only structures but also dynamics of RNA and RNA assemblies. Coupled with biochemistry these studies should provide new information on RNA and RNP catalytic mechanisms, interactions, and assembly. It is clear that we are entering a new frontier of RNA structural biology. It's (still) an exciting time!

While much has changed in the last 20 years in the RNA world, one constant has been Tim Nilsen as Editor of RNA. I would like to take this opportunity to thank him for his profound knowledge, insights and influence on the RNA field, which have benefited RNA scientists both young and old.


Assista o vídeo: Ribossoma e polirribossoma (Janeiro 2022).