Em formação

O que determina qual proteína sintetizar em um determinado momento?


Eu entendo como o DNA é replicado e como ele direciona a síntese de proteínas a partir de aminoácidos por meio da RNA polimerase, RNA e ribossomos. Agora eu quero entender como isso funciona no quadro geral.

Com meu nível atual de compreensão, qualquer proteína pode ser sintetizada a qualquer momento, de qualquer forma, mas parece caótico para funcionar.

O que determina qual proteína sintetizar em um determinado momento?


A regulação da expressão gênica e a síntese de proteínas ocorrem em vários níveis e, juntos, esses níveis permitem um controle preciso de quando e em que extensão os genes estão ativos. Seria impossível dar uma resposta abrangente para uma questão tão ampla. Aqui está um ponto de partida, começando com o fato mais importante:

O DNA é usado como molde para fazer RNA mensageiro, que é exportado do núcleo para produzir proteínas em estruturas chamadas ribossomos no citoplasma.

No nível do DNA, há muita regulação de quais genes, e quando, e em que medida, serão transcritos em RNA mensageiro. O nome desse regulamento é regulamento transcricional. Por exemplo, uma rede de proteínas chamadas fatores de transcrição se ligam ao DNA, regulando a acessibilidade de um gene às enzimas transcricionais. Outro exemplo: a topografia tridimensional do DNA também é importante. As características epigenéticas podem tornar alguns trechos de DNA inacessíveis. A ação específica de elementos distais chamados intensificadores também pode afetar o nível de expressão de um gene. Há muitas coisas trabalhando em conjunto neste nível.

Depois que um RNA mensageiro é formado, ele precisa ser exportado do núcleo para a célula. No citoplasma pode ser empacotado, isolado para ser traduzido em proteína, degradado, acumulado, a lista continua. Isso é chamado de regulação translacional. Atualmente, há muito foco na pesquisa biomédica e básica em microRNAs, que são espécies de RNA que participam da regulação da quantidade de RNAs mensageiros presentes na célula. Eles também são encontrados no núcleo. Muitas biotecnologias são baseadas neste conceito; além disso, uma prática comum de laboratório é derrubar (reduzir a expressão de) genes de interesse de pesquisa por uma técnica chamada interferência de RNA.

Além disso, há regulação da biossíntese de proteínas no ribossomo, que muitas vezes se complexifica com outras moléculas de maneiras complicadas para garantir uma camada adicional de ajuste de quanta proteína é produzida e com que rapidez.

Existem muitos, muitos outros níveis de regulamentação conhecidos. Também permanecem muitos mecanismos desconhecidos de regulação, que os cientistas estão ocupados em descobrir e compreender enquanto falamos.

EDITAR: O que determina qual proteína sintetizar em um determinado momento? A história e a identidade atual de uma célula. Por identidade, quero dizer seu estado em relação à regulação de sua própria expressão gênica, bem como outras coisas.


Você está perguntando como uma célula ou organismo regula a síntese de proteínas. Esta é uma questão complexa, com muitas partes diferentes. É bem apresentado em Alberts Molecular Biology of the Cell, Capítulo 7, sobre interruptores genéticos. Aqui está uma seção online desse capítulo na edição de 2002.

bastante envolvidos na regulação da síntese de proteínas. Como regra geral, se você pode imaginar regulando-o, é regulado. Aqui está uma cifra de Alberts para você começar a pensar sobre isso:

Existem algumas coisas que são necessárias para todos os genes. Fatores gerais de transcrição, por exemplo, e a caixa Pribnow ou TATAAT. A presença, ausência, localização e acessibilidade dessas coisas podem regular os níveis de síntese de proteínas pela célula. Outras coisas vão discriminar entre genes diferentes. Sob certas condições, certas proteínas reguladoras de genes serão produzidas, não destruídas tão rapidamente, ativadas, entrada permitida no núcleo, etc, sequências regulatórias serão expostas ou não expostas, metiladas ou não metiladas ... e as taxas de transcrição mudarão de acordo (aumentando se aquelas as interações do gene da proteína estabilizam a montagem, a ligação e a transcrição pela polimerase, diminuem se desestabilizam a montagem, a ligação e a transcrição pela polimerase).

Esta é apenas uma amostra do maravilhoso mundo da regulação gênica na célula eucariótica. Como diz em Alberts, dos cerca de 30.000 genes humanos, cerca de 5 a 10% codificam proteínas reguladoras de genes. E essas são apenas as proteínas que diretamente regular a transcrição.


Biologia Sintética, Parte B

Randall A. Hughes,. Andrew D. Ellington, em Methods in Enzymology, 2011

2.1 Síntese de fosforamidita em fase sólida

Todas as tecnologias de síntese de genes dependem da síntese química de oligonucleotídeos para fornecer os blocos de construção para a montagem enzimática. O método mais comumente usado para a síntese de oligonucleotídeos é o método cíclico de síntese de fosforamidita de quatro etapas desenvolvido na década de 1980 (Caruthers et al., 1983, 1987 Fig. 12.1). Os oligonucleotídeos de DNA são sintetizados de uma maneira 3′-5 ′ acoplando fosforamiditos de desoxinucleosídeos ativados por ácido a um desoxinucleosídeo inicial ligado a um suporte sólido (geralmente vidro de poro controlado (CPG) ou esferas de poliestireno (PS)) por meio de seu grupo 3′-hidroxila . Na maioria dos sintetizadores de DNA comerciais, a matriz de suporte sólido é empacotada em uma coluna de fluxo contínuo e os reagentes necessários para o ciclo de síntese de fosforamidita fluem pela matriz de suporte sólido. A adição de cada monômero de nucleotídeo à cadeia de oligonucleotídeo em crescimento é realizada em quatro etapas (Fig. 12.1): (1) desproteção: um ácido fraco é usado para remover o grupo éter dimetoxitritil (DMT) da extremidade 5 'do crescimento da cadeia de oligonucleotídeo deixando um 5'-hidroxil (-OH) reativo para a próxima etapa de acoplamento (2) acoplamento: o 5'-OH reativo reage com um monômero ativado por tetrazol pela adição simultânea do monômero e das soluções de ativador. (3) capeamento: quaisquer grupos 5'-OH desacoplados são bloqueados por acilação para minimizar a formação de produtos de deleção e, finalmente, (4) oxidação: as ligações internucleotídeo fosfito triéster relativamente instáveis ​​são oxidadas em ligações fosfotriéster mais estáveis. Este processo cíclico é repetido até que o oligonucleotídeo esteja completo. O oligonucleotídeo é então clivado do suporte sólido e os grupos de proteção restantes são removidos por tratamento com uma base forte, como hidróxido de amônio. Síntese de oligonucleotídeos com comprimentos & lt 100 nt é lugar comum usando química de fosforamidita de fase sólida com eficiências de acoplamento que podem se aproximar de 99% (Rayner et al., 1998). No entanto, durante a desproteção ácida, as reações colaterais de depurinação limitam a qualidade e os rendimentos dos oligonucleotídeos acima de 100 nt (Hall et al., 2009). Uma modificação recente das condições de reação tradicionais usando um novo processo de destritilação foi relatado para remediar este problema e pode levar à síntese aprimorada de oligonucleotídeos de até 150 nt de comprimento (LeProust et al., 2010 ).

Figura 12.1. Síntese de oligonucleotídeos a partir de fosforamiditos. O nucleosídeo inicial é amarrado a um vidro de poro controlado por meio de seu hidroxila 3 '. O ciclo sintético envolve desproteção, acoplamento, oxidação e proteção. A síntese prossegue na direção 3′ – 5 ′.

A robustez da síntese de fosforamidita em fase sólida torna-a facilmente passível de automação, e este método agora é usado em quase todos os sintetizadores de DNA disponíveis comercialmente (Caruthers, 1985 Caruthers et al., 1983, 1987). Máquinas diferentes podem gerar oligonucleotídeos em uma variedade de escalas de síntese, embora para a síntese de genes sejam necessárias quantidades relativamente pequenas (picomoles). Sintetizadores automatizados têm uma taxa de transferência paralela de até 1536 oligonucleotídeos (Cheng et al., 2002 Horvath et al., 1987 Lashkari et al., 1995 Rayner et al., 1998 Sindelar e Jaklevic, 1995). Embora a quantidade de tempo necessária para sintetizar um determinado oligonucleotídeo varie entre as plataformas de sintetizador automatizado, a síntese de até 1536 × 20-mer oligonucleotídeos pode agora ser realizada em questão de horas (Cheng et al., 2002 Horvath et al., 1987 Lashkari et al., 1995 Rayner et al., 1998 Sindelar e Jaklevic, 1995).

Melhorias adicionais no rendimento e reduções concomitantes nos custos podem ser alcançadas pela miniaturização. Terremoto e colegas de trabalho desenvolveram dispositivos de reação microfluídica em que a distribuição de pequenas quantidades de reagentes de síntese em vasos de reação microfluídica com barreira leva à síntese de oligonucleotídeos em um

Escala de 100 pmol. Esta escala é compatível com as reações de síntese de genes tradicionais em escala de microlitro, ao mesmo tempo em que reduz em 100 vezes o consumo de reagentes em relação às técnicas tradicionais (Lee et al., 2010 ).

Uma versão alternativa de duas etapas do ciclo de síntese de fosforamidita foi publicada que também poderia reduzir o consumo de reagente (Sierzchala et al., 2003). Neste método, o grupo de proteção DMT no 5'-OH de cada fosforamidita é substituído por um grupo carbonato. Um ânion peroxi então serve como um nucleófilo para remover simultaneamente o grupo protetor 5'-carbonato e oxidar a ligação do internucleotídeo fosfito triéster à ligação fosfotriéster. Este procedimento também deve reduzir as mutações observadas no DNA sintético que surgem da depurinação após a desproteção ácida (Septak, 1996).


Biologia 171


Cada célula somática do corpo geralmente contém o mesmo DNA. Algumas exceções incluem glóbulos vermelhos, que não contêm DNA em seu estado maduro, e algumas células do sistema imunológico que reorganizam seu DNA enquanto produzem anticorpos. Em geral, entretanto, os genes que determinam se você tem olhos verdes, cabelo castanho e a velocidade com que metaboliza os alimentos são os mesmos nas células dos olhos e do fígado, embora esses órgãos funcionem de maneira bem diferente. Se cada célula tem o mesmo DNA, como as células ou órgãos são diferentes? Por que as células do olho diferem tão dramaticamente das células do fígado?

Enquanto cada célula compartilha o mesmo genoma e sequência de DNA, cada célula não ativa ou expressa o mesmo conjunto de genes. Cada tipo de célula precisa de um conjunto diferente de proteínas para desempenhar sua função. Portanto, apenas um pequeno subconjunto de proteínas é expresso em uma célula. Para que as proteínas sejam expressas, o DNA deve ser transcrito em RNA e o RNA deve ser traduzido em proteína. Em um determinado tipo de célula, nem todos os genes codificados no DNA são transcritos em RNA ou traduzidos em proteínas porque células específicas em nosso corpo têm funções específicas. As proteínas especializadas que compõem o olho (íris, cristalino e córnea) são expressas apenas no olho, enquanto as proteínas especializadas do coração (células marcapasso, músculo cardíaco e válvulas) são expressas apenas no coração. A qualquer momento, apenas um subconjunto de todos os genes codificados por nosso DNA é expresso e traduzido em proteínas. A expressão de genes específicos é um processo altamente regulado com muitos níveis e estágios de controle. Essa complexidade garante a expressão adequada na célula adequada no momento adequado.

Objetivos de aprendizado

Ao final desta seção, você será capaz de fazer o seguinte:

  • Discuta por que cada célula não expressa todos os seus genes o tempo todo
  • Descreva como a regulação de genes procarióticos ocorre no nível transcricional
  • Discuta como a regulação do gene eucariótico ocorre nos níveis epigenético, transcricional, pós-transcricional, translacional e pós-tradução

Para que uma célula funcione adequadamente, as proteínas necessárias devem ser sintetizadas no momento e local adequados. Todas as células controlam ou regulam a síntese de proteínas a partir de informações codificadas em seu DNA. O processo de ativar um gene para produzir RNA e proteína é chamado de expressão gênica. Seja em um organismo unicelular simples ou em um organismo multicelular complexo, cada célula controla quando e como seus genes são expressos. Para que isso ocorra, deve haver mecanismos químicos internos que controlem quando um gene é expresso para produzir RNA e proteína, quanto da proteína é produzida e quando é hora de parar de fabricar aquela proteína porque ela não é mais necessária.

A regulação da expressão gênica conserva energia e espaço. Exigiria uma quantidade significativa de energia para que um organismo expressasse todos os genes o tempo todo, portanto, é mais eficiente em termos de energia ativar os genes apenas quando eles são necessários. Além disso, apenas expressar um subconjunto de genes em cada célula economiza espaço porque o DNA deve ser desenrolado de sua estrutura fortemente enrolada para transcrever e traduzir o DNA. As células teriam de ser enormes se todas as proteínas fossem expressas em todas as células o tempo todo.

O controle da expressão gênica é extremamente complexo. O mau funcionamento neste processo é prejudicial para a célula e pode levar ao desenvolvimento de muitas doenças, incluindo o câncer.

Expressão Gênica Procariótica versus Eucariótica

Para entender como a expressão gênica é regulada, devemos primeiro entender como um gene codifica uma proteína funcional em uma célula. O processo ocorre em células procarióticas e eucarióticas, apenas de maneiras ligeiramente diferentes.

Os organismos procarióticos são organismos unicelulares que carecem de um núcleo celular e, portanto, seu DNA flutua livremente no citoplasma da célula. Para sintetizar uma proteína, os processos de transcrição e tradução ocorrem quase simultaneamente. Quando a proteína resultante não é mais necessária, a transcrição para. Como resultado, o principal método para controlar que tipo de proteína e quanto de cada proteína é expressa em uma célula procariótica é a regulação da transcrição do DNA. Todas as etapas subsequentes ocorrem automaticamente. Quando mais proteína é necessária, ocorre mais transcrição. Portanto, em células procarióticas, o controle da expressão gênica ocorre principalmente no nível transcricional.

As células eucarióticas, em contraste, têm organelas intracelulares que aumentam sua complexidade. Em células eucarióticas, o DNA está contido dentro do núcleo da célula e lá é transcrito em RNA. O RNA recém-sintetizado é então transportado para fora do núcleo para o citoplasma, onde os ribossomos traduzem o RNA em proteína. Os processos de transcrição e tradução são fisicamente separado pela membrana nuclear, a transcrição ocorre apenas dentro do núcleo, e a tradução ocorre apenas fora do núcleo no citoplasma. A regulação da expressão gênica pode ocorrer em todas as etapas do processo ((Figura)). A regulação pode ocorrer quando o DNA é desenrolado e solto dos nucleossomos para ligar os fatores de transcrição (nível epigenético), quando o RNA é transcrito (nível transcricional), quando o RNA é processado e exportado para o citoplasma após ser transcrito (nível pós-transcricional ), quando o RNA é traduzido em proteína (nível de tradução), ou depois que a proteína foi produzida (nível de pós-tradução).


As diferenças na regulação da expressão gênica entre procariotos e eucariotos estão resumidas na (Figura). A regulação da expressão gênica é discutida em detalhes nos módulos subsequentes.

Diferenças na regulação da expressão gênica de organismos procarióticos e eucarióticos
Organismos procarióticos Organismos eucarióticos
Falta um núcleo ligado à membrana Contém núcleo
DNA é encontrado no citoplasma O DNA está confinado ao compartimento nuclear
A transcrição de RNA e a formação de proteínas ocorrem quase simultaneamente A transcrição do RNA ocorre antes da formação da proteína e ocorre no núcleo. A tradução do RNA em proteína ocorre no citoplasma.
A expressão do gene é regulada principalmente no nível transcricional A expressão gênica é regulada em muitos níveis (epigenético, transcricional, transporte nuclear, pós-transcricional, translacional e pós-tradução)

As células procarióticas só podem regular a expressão gênica controlando a quantidade de transcrição. À medida que as células eucarióticas evoluíram, a complexidade do controle da expressão gênica aumentou. Por exemplo, com a evolução das células eucarióticas, veio a compartimentação de importantes componentes celulares e processos celulares. Uma região nuclear que contém o DNA foi formada. A transcrição e a tradução foram fisicamente separadas em dois compartimentos celulares diferentes. Portanto, tornou-se possível controlar a expressão gênica regulando a transcrição no núcleo e também controlando os níveis de RNA e a tradução de proteínas presentes fora do núcleo.

A maior parte da regulação gênica é feita para conservar os recursos celulares. No entanto, outros processos regulatórios podem ser defensivos. Processos celulares, como os desenvolvidos para proteger a célula de infecções virais ou parasitárias. Se a célula pudesse interromper rapidamente a expressão do gene por um curto período de tempo, seria capaz de sobreviver a uma infecção quando outros organismos não poderiam. Portanto, o organismo desenvolveu um novo processo que o ajudou a sobreviver e foi capaz de transmitir esse novo desenvolvimento aos descendentes.

Resumo da Seção

Embora todas as células somáticas de um organismo contenham o mesmo DNA, nem todas as células desse organismo expressam as mesmas proteínas. Organismos procarióticos expressam a maioria de seus genes na maior parte do tempo. No entanto, alguns genes são expressos apenas quando são necessários. Os organismos eucarióticos, por outro lado, expressam apenas um subconjunto de seus genes em qualquer célula. Para expressar uma proteína, o DNA é primeiro transcrito em RNA, que é então traduzido em proteínas, que são então direcionadas para locais celulares específicos. Em células procarióticas, a transcrição e a tradução ocorrem quase simultaneamente. Nas células eucarióticas, a transcrição ocorre no núcleo e é separada da tradução que ocorre no citoplasma. A expressão gênica em procariotos é principalmente regulada no nível transcricional (alguma regulação epigenética e pós-tradução também está presente), enquanto nas células eucarióticas, a expressão gênica é regulada nos níveis epigenético, transcricional, pós-transcricional, translacional e pós-tradução .

Resposta livre

Cite duas diferenças entre células procarióticas e eucarióticas e como essas diferenças beneficiam organismos multicelulares.

As células eucarióticas têm um núcleo, enquanto as células procarióticas não. Em células eucarióticas, o DNA está confinado na região nuclear. Por causa disso, a transcrição e a tradução são fisicamente separadas. Isso cria um mecanismo mais complexo para o controle da expressão gênica que beneficia os organismos multicelulares porque compartimentaliza a regulação gênica.

A expressão gênica ocorre em muitos estágios nas células eucarióticas, enquanto nas células procarióticas, o controle da expressão gênica ocorre apenas no nível da transcrição. Isso permite um maior controle da expressão gênica em eucariotos e sistemas mais complexos a serem desenvolvidos. Por causa disso, diferentes tipos de células podem surgir em um organismo individual.

Descreva como o controle da expressão gênica alterará os níveis gerais de proteína na célula.

A célula controla quais proteínas são expressas e em que nível cada proteína é expressa na célula. As células procarióticas alteram a taxa de transcrição para ativar ou desativar genes. Este método aumentará ou diminuirá os níveis de proteína em resposta ao que a célula necessita. As células eucarióticas alteram a acessibilidade (epigenética), a transcrição ou a tradução de um gene. Isso irá alterar a quantidade de RNA e o tempo de vida do RNA para alterar a quantidade de proteína que existe. As células eucarióticas também controlam a tradução de proteínas para aumentar ou diminuir os níveis gerais. Os organismos eucarióticos são muito mais complexos e podem manipular os níveis de proteína alterando muitos estágios do processo.

Glossário


Síntese de proteínas facilitada em 26 perguntas e respostas

As características dos organismos dependem das reações químicas que ocorrem dentro deles. Essas reações são catalisadas por enzimas, que são proteínas altamente específicas. Toda proteína de um organismo é feita a partir de informações contidas em moléculas de RNA, que são feitas de acordo com um modelo baseado em uma sequência de nucleotídeos de uma cadeia de DNA.

Um gene é uma sequência polinucleotídica de DNA que contém informações para a produção de uma proteína.

RNA e ribossomos

4. Qual é o papel do RNA mensageiro e dos ribossomos na síntese de proteínas?

O RNA mensageiro (mRNA) é produzido dentro do núcleo de uma célula e migra para o citoplasma, onde se liga aos ribossomos e orienta a construção das sequências de aminoácidos que irão compor as proteínas. Os ribossomos são locais para o encontro e ligação de mRNA e RNA de transferência (tRNA). Eles são as estruturas onde os aminoácidos transportados pelo tRNA são unidos por ligações peptídicas para formar cadeias polipeptídicas (proteínas).

5. Quais subunidades constituem os ribossomos?

Os ribossomos são compostos de duas subunidades, a subunidade pequena e a subunidade grande. Essas subunidades são feitas de RNA ribossômico (rRNA) e proteínas. Os ribossomos têm três sítios de ligação, um para mRNA e dois para tRNA.

6. Quão diferente é a localização dos ribossomos em células eucarióticas e procarióticas?

Em procariotos, os ribossomos são encontrados livres no citoplasma. Em células eucarióticas, eles também podem ser encontrados livres no citoplasma, mas estão principalmente ligados à membrana externa da carioteca e ao retículo endoplasmático rugoso.

7. Como é explicada a presença de ribossomos dentro das mitocôndrias e cloroplastos?

Uma hipótese bem fundamentada afirma que mitocôndrias e cloroplastos eram procariotos que desenvolveram uma relação de mutualismo com células eucarióticas (ganhando proteção e oferecendo energia). Isso explica por que essas organelas contêm DNA e maquinário de síntese de proteínas, incluindo ribossomos. Essa hipótese é conhecida como hipótese endossimbiótica sobre a origem das mitocôndrias e dos cloroplastos.

8. Quais são alguns exemplos de células humanas que produzem proteínas para exportação? Qual organela citoplasmática deve ser bem desenvolvida e abundante nessas células?

Células especializadas de glândulas, como as células de Langerhans do pâncreas (que produzem insulina) ou células produtoras de saliva, são exemplos de células secretoras. Nas células especializadas em secreção, o retículo endoplasmático e o aparelho de Golgi são bem desenvolvidos, pois participam do armazenamento e processamento de proteínas para exportação.

9. Quais ribossomos são mais abundantes nas células secretoras, os ribossomos livres no citoplasma ou aqueles fixados no retículo endoplasmático rugoso?

Os ribossomos livres no citoplasma estão mais relacionados à produção de proteínas para consumo celular interno, enquanto aqueles fixados ao retículo endoplasmático rugoso são mais importantes na síntese de proteínas para exportação. Proteínas feitas por ribossomos anexados entram no retículo endoplasmático rugoso e são posteriormente transferidas para o aparelho de Golgi. Portanto, nas células secretoras, os ribossomos fixados ao retículo endoplasmático são mais abundantes.

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RNA mensageiro e tradução de proteínas

10. Onde nas células eucarióticas ocorre a síntese de mRNA? Para onde essas moléculas migram?

As moléculas de RNA mensageiro são sintetizadas dentro do núcleo, passam pelos poros da membrana nuclear e entram no citoplasma para chegar aos ribossomos onde ocorre a síntese de proteínas.

11. Por se basear nas informações do mRNA, como é chamado o processo de síntese protéica?

A síntese de proteínas é chamada de tradução (da informação genética em proteínas).

12. Qual é a diferença entre transcrição e tradução?

Transcrição é o nome dado à formação de moléculas de RNA a partir de uma cadeia aberta de DNA usada como molde. Tradução é a criação de polipeptídeos (aminoácidos ligados em sequência) e, portanto, de proteínas com base na informação codificada na molécula de mRNA.

Nas células eucarióticas, a transcrição ocorre no núcleo e a tradução nos ribossomos. A transcrição precede a tradução.

13. Como os nucleotídeos das cadeias de mRNA codificam as informações para a formação das sequências de aminoácidos de uma proteína?

Existem apenas quatro tipos de bases nitrogenadas que podem compor os nucleotídeos do RNA: adenina (A), uracila (U), guanina (G) e citosina (C). No entanto, existem 20 aminoácidos diferentes. Com apenas um nucleotídeo (uma codificação 1: 1), seria impossível codificar todos os aminoácidos.

Com dois nucleotídeos, haveria um arranjo de 4 elementos, 2 x 2, resultando em um total de apenas 16 unidades codificadoras possíveis (4 x 4). A natureza pode conhecer a análise combinatória, uma vez que criou um código genético ao organizar as 4 bases de RNA, 3 x 3, fornecendo 64 tripletos diferentes (4 x 4 x 4).

Portanto, cada trinca de bases nitrogenadas do RNA codifica um aminoácido de uma proteína. Como esses tripletos aparecem em sequência na molécula de RNA, os aminoácidos sequenciais codificados por eles são ligados para formar cadeias polipeptídicas. Por exemplo, uma sequência UUU codifica o aminoácido fenilalanina, assim como a sequência UUC as sequências ACU, ACC, ACA e ACG codificam o aminoácido treonina e assim por diante para todas as possíveis sequências triplas e todos os outros aminoácidos.

14. Qual é o nome de uma sequência de RNA que codifica um aminoácido?

Cada sequência de três bases nitrogenadas do RNA que codifica um aminoácido é chamada de códon. O códon é a unidade codificadora do código genético.

15. Dado que dos 64 códons do mRNA, 61 codificam aminoácidos que formam cadeias polipeptídicas, quais são as funções dos três códons restantes?

Como existem 20 aminoácidos e 64 possibilidades de códons de mRNA, alguns aminoácidos codificam mais de um códon.

No entanto, nem todos os 64 códons codificam aminoácidos. Três deles, UAA, UGA e UAG, transmitem a informação de que o último aminoácido da cadeia polipeptídica foi ligado, sinalizando o fim da síntese polipeptídica. Esses códons são chamados de códons de parada. O códon AUG codifica o aminoácido metionina e, ao mesmo tempo, sinaliza o início da síntese de uma cadeia polipeptídica (é um códon de iniciação).

Em células procarióticas, existe uma sequência chamada sequência Shine-Dalgarno (em geral AGGAGG) na posição anterior ao códon de início AUG. A função desta sequência é distinguir o códon inicial AUG e os outros códons AUG do RNA.

16. A qual estrutura celular as moléculas de mRNA se ligam para iniciar a síntese de proteínas?

Para fazer proteínas, as moléculas de mRNA precisam se ligar aos ribossomos. Os ribossomos têm dois locais para a ligação de dois códons de mRNA vizinhos e onde os anticódons de tRNA se ligam por ligação de hidrogênio. Portanto, os ribossomos são a estrutura responsável pelo posicionamento e exposição dos códons do mRNA a serem traduzidos. Nos ribossomos, também ocorre a ligação peptídica entre dois aminoácidos trazidos pelas moléculas de tRNA. A ligação peptídica ocorre quando as moléculas de tRNAs que transportam aminoácidos são ligadas a códons de mRNA expostos.

17. Como os aminoácidos são trazidos para os locais da célula onde ocorre a tradução? O que é um anticódon?

Os aminoácidos são levados aos ribossomos por moléculas de RNA conhecidas como RNA de transferência, ou tRNA. Um tRNA ligado ao seu aminoácido específico se liga por uma sequência especial de três nucleotídeos a um códon de mRNA exposto no ribossomo. Esta sequência no tRNA é conhecida como anticódon. O anticódon de tRNA deve ser complementar ao códon de mRNA ao qual se liga, de acordo com a regra A-U, C-G. O ribossomo então desliza ao longo da molécula de mRNA (um processo chamado translocação) para expor o códon seguinte para a ligação de outro tRNA. Quando os aminoácidos correspondentes aos códons vizinhos se ligam por ligação peptídica, a primeira molécula de tRNa é liberada.

18. Por que a proximidade entre ribossomos e aminoácidos é importante para a formação de proteínas? Qual é a enzima que catalisa essa reação?

A proximidade entre os ribossomos e os aminoácidos é importante porque a enzima que catalisa a ligação peptídica reside nos ribossomos. Como substratos dessas enzimas, os aminoácidos precisam se ligar aos centros de ativação enzimática.

A enzima que catalisa a ligação peptídica é a peptidil transferase.

19. Por que os ribossomos se movem ao longo do mRNA durante a tradução?

Durante a tradução, o ribossomo sempre expõe dois códons de mRNA a serem traduzidos movendo-se ao longo do mRNA. Quando uma ligação peptídica é feita, o ribossomo se move para expor o próximo códon. Este movimento é denominado translocação ribossomal. (No retículo endoplasmático rugoso, os ribossomos são fixados fora da membrana e as moléculas de mRNA se movem através deles).

20. Quantas das mesmas proteínas são feitas ao mesmo tempo por cada ribossomo durante a tradução de uma molécula de mRNA? Como ocorre a produção consecutiva de proteínas na tradução?

Os ribossomos não produzem várias proteínas diferentes simultaneamente. Eles os fazem um após o outro.

No entanto, muitos ribossomos podem se mover ao longo de uma molécula de mRNA, fabricando em massa a mesma proteína. A unidade formada por muitos ribossomos trabalhando na mesma molécula de mRNA é chamada de polissomo.

Síntese de proteínas - Diversidade de imagens: polissomo

21. Uma molécula de mRNA codifica apenas um tipo de proteína?

As células eucarióticas têm mRNA monocistrônico, o que significa que cada mRNA codifica apenas uma cadeia polipeptídica. Os procariontes podem apresentar mRNA policistrônico.

Depois de reunir os aminoácidos em uma cadeia polipeptídica, o mRNA, por meio de um de seus códons de parada, sinaliza ao ribossomo que o polipeptídeo está completo. O ribossomo então libera a proteína produzida. Em procariotos, após o término desse processo, as informações sobre o início da síntese de outra proteína diferente podem seguir na mesma molécula de mRNA.

22. Se um anticódon de tRNA é CAA, qual é seu códon de mRNA correspondente? No código genético, qual aminoácido esse códon codifica?

De acordo com a regra A-U, C-G, o códon que corresponde ao anticódon CAA é GUU.

A tabela de códigos genéticos para tradução é baseada em códons e não anticódons. O aminoácido codificado pela UGU, de acordo com o código genético, é a valina.

23. Se um fragmento de ácido nucleico tem uma sequência de nucleotídeos de TAC, é um códon ou um anticódon?

Um fragmento de ácido nucleico com uma sequência TAC certamente não é tRNA. É DNA porque o RNA não contém a base nitrogenada timina. Uma vez que não é RNA, não pode ser um códon ou um anticódon.

A Universalidade do Código Genético

24. Por que o código genético pode ser chamado de “código degenerado”?

O código genético é um código degenerado porque alguns aminoácidos são codificados por mais de um tipo de códon. Não é um sistema em que cada elemento é codificado por apenas uma unidade codificadora.

Por exemplo, o aminoácido arginina é codificado por seis códons: CGU, CGC, CGA, CGG, AGA e AGG.

25. Qual é o conceito de universalidade do código genético? Quais são as exceções a essa universalidade?

O código genético é universal porque as regras de codificação de proteínas baseadas em códons de mRNA são praticamente as mesmas para todos os organismos vivos conhecidos. Por exemplo, o código genético é o mesmo para humanos, bactérias e invertebrados.

entretanto, a síntese de proteínas em mitocôndrias, cloroplastos e alguns protozoários é realizada por meio de diferentes codificações genéticas.

26. Como a universalidade do código genético torna possível a tecnologia do DNA recombinante?

A universalidade do código genético refere-se ao fato de que a maquinaria de síntese de proteínas de todos os organismos vivos funciona de acordo com os mesmos princípios de armazenamento, transmissão e reconhecimento de informação, incluindo a tradução de códons de mRNA. This fact makes the exchanging of genes or gene fragments between different organisms possible and ensures that these genes continue to control protein synthesis.

This universality, for example, makes the insertion of a fragment of human DNA containing a gene for the production of a given protein into the genetic material of bacteria feasible. Since bacterial transcription and translation systems work in the same way as corresponding human systems, the bacteria will begin to synthesize the human protein associated with the inserted DNA fragment. There exist industries that produce human insulin (for use by diabetics) in this way, synthesized by bacteria with modified DNA. If the genetic code were not universal, this kind of genetic manipulation would be impossible or very difficult to accomplish without new technological advancements.

Now that you have finished studying Protein Synthesis, these are your options:


Design of the Investigation

The unfolding and refolding of an enzyme ribonuclease (RNase) is studied. The activity of RNase can be shown by RNA agar plate, where a clear zone is produced after RNA is broken down by the RNase. To unfold the RNase, 2-mercaptoethanol (2-ME) and urea are used as denaturants. 2-ME breaks down the four disulfide bonds of RNase, urea disrupts the polar nature of the solvent, and together they unfold the enzyme completely into a polypeptide chain. This fully unfolded RNase is then allowed to refold after removing the denaturants by dialysis. If the polypeptide chain successfully refolds into its native shape, the RNase will regain its catalytic activity.

Procedimento

Mix 5 solutions in 5 microfuge tubes, as below:

1 ml RNase (0.5mg/ml) + 0.9 ml sodium acetate buffer to keep the pH unchanged

1 ml RNase (0.5mg/ml) + 0.9 ml denaturants (2-ME + urea) to unfold the enzyme

dialyzed solution B (dialysis overnight to remove the denaturants for refolding)

boiled 0.1 ml RNase + 0.9 ml buffer (as control)

1 ml buffer + 0.9 ml denaturants (as control)

Incubate the solutions in a 50°C water bath for 5 minutes to speed up the reaction.

Use a cork borer to make five wells in the RNA agar plate using aseptic techniques.

Add 100 μl of each solution into a different well of the agar plate.

Cover the agar plate with lid and incubate at 37°C for 90 minutes.

Overlay the agar plate with 3 ml of 1M perchloric acid for 5 minutes at room temperature. The perchloric acid will make the RNA agar milky.

Pour off the perchloric acid to check whether clear zones are formed around the wells. Measure and compare the diameter of the clear zones.


The Ribosome: Perfectionist Protein-maker Trashes Errors

The enzyme machine that translates a cell's DNA code into the proteins of life is nothing if not an editorial perfectionist.

Johns Hopkins researchers, reporting in the journal Nature January 7, have discovered a new "proofreading step" during which the suite of translational tools called the ribosome recognizes errors, just after making them, and definitively responds by hitting its version of a "delete" button.

It turns out, the Johns Hopkins researchers say, that the ribosome exerts far tighter quality control than anyone ever suspected over its precious protein products which, as workhorses of the cell, carry out the very business of life.

"What we now know is that in the event of miscoding, the ribosome cuts the bond and aborts the protein-in-progress, end of story," says Rachel Green, a Howard Hughes Medical Institute investigator and professor of molecular biology and genetics in the Johns Hopkins University School of Medicine. "There's no second chance." Previously, Green says, molecular biologists thought the ribosome tightly managed its actions only prior to the actual incorporation of the next building block by being super-selective about which chemical ingredients it allows to enter the process.

Because a protein's chemical "shape" dictates its function, mistakes in translating assembly codes can be toxic to cells, resulting in the misfolding of proteins often associated with neurodegenerative conditions. Working with bacterial ribosomes, Green and her team watched them react to lab-induced chemical errors and were surprised to see that the protein-manufacturing process didn't proceed as usual, getting past the error and continuing its "walk" along the DNA's protein-encoding genetic messages.

"We thought that once the mistake was made, it would have just gone on to make the next bond and the next," Green says. "But instead, we noticed that one mistake on the ribosomal assembly line begets another, and it's this compounding of errors that leads to the partially finished protein being tossed into the cellular trash," she adds.

To their further surprise, the ribosome lets go of error-laden proteins 10,000 times faster than it would normally release error-free proteins, a rate of destruction that Green says is "shocking" and reveals just how much of a stickler the ribosome is about high-fidelity protein synthesis.

"These are not subtle numbers," she says, noting that there's a clear biological cost for this ribosomal editing and jettisoning of errors, but a necessary expense.

"The cell is a wasteful system in that it makes something and then says, forget it, throw it out," Green concedes. "But it's evidently worth the waste to increase fidelity. There are places in life where fidelity matters."

The research was funded by the National Institutes of Health with support from the Howard Hughes Medical Institute.

In addition to Rachel Green, Hani S. Zaher, also of Johns Hopkins, was author of the paper.


The Cell's Secret Code

All the proteins in your body are made from protein building blocks called amino acids. There are twenty different amino acids used to make proteins, but there are only 4 different nucleotides in DNA and RNA. How can a 4-letter code specify 20 different amino acids?

Actually, the DNA code is designed to be read as triplets. Each "word" in the code, called a codon, is three letters long. There are also special "start" and "stop" codons that mark the beginning and end of a gene. As you can see, the code is redundant, that is, most of the amino acids have at least two different codons.

Just about every living thing uses this exact code to make proteins from DNA.


Types of Mutations

There are a variety of types of mutations. Two major categories of mutations are germline mutations and somatic mutations.

  • Germline mutations occur in gametes, the sex cells, such as eggs and sperm. These mutations are especially significant because they can be transmitted to offspring and every cell in the offspring will have the mutations.
  • Somatic mutations occur in other cells of the body. These mutations may have little effect on the organism because they are confined to just one cell and its daughter cells. Somatic mutations also cannot be passed on to offspring.

Mutations also differ in the way that the genetic material is changed. Mutations may change an entire chromosome or just one or a few nucleotides.

Chromosomal Alterations

Chromosomal alterations are mutations that change chromosome structure or number. They occur when a section of a chromosome breaks off and rejoins incorrectly or does not rejoin at all. Possible ways these mutations can occur are illustrated in Figure (PageIndex<3>). Chromosomal alterations are very serious. They often result in the death of the organism in which they occur. If the organism survives, it may be affected in multiple ways. An example of a human chromosomal alteration is the mutation that causes Down Syndrome. It is a duplication mutation that leads to developmental delays and other abnormalities. It occurs when the individual inherits an extra copy of chromosome 21. It is also called trisomy ("three-chromosome") 21.

Figure (PageIndex<3>): Chromosomal Alterations. The chromosomal alterations may occur due to deletion or duplication of genes in a chromosome, inversion of a section of a chromosome, insertion of genes from one chromosome to another, or exchanges of genes between two chromosomes.

UMA point mutation is a change in a single nucleotide in DNA. This type of mutation is usually less serious than a chromosomal alteration. An example of a point mutation is a mutation that changes the codon UUU to the codon UCU. Point mutations can be silent, missense, or nonsense mutations, as shown in Table (PageIndex<1>). The effects of point mutations depend on how they change the genetic code.

Table (PageIndex<1>): Point Mutation Types
Modelo Descrição Exemplo Efeito
Silent mutated codon codes for the same amino acid CAA (glutamine) &rarr CAG (glutamine) Nenhum
Missense mutated codon codes for a different amino acid CAA (glutamine) &rarr CCA (proline) variable
Nonsense a mutated codon is a premature stop codon CAA (glutamine) &rarr UAA (stop) usually sério

Frameshift Mutations

UMA frameshift mutation is a deletion or insertion of one or more nucleotides that changes the reading frame of the base sequence. Deletions remove nucleotides, and insertions add nucleotides. Consider the following sequence of bases in RNA:

AUG-AAU-ACG-GCU = methionine-asparagine-threonine-alanine

Now assume that an insertion occurs in this sequence. Let&rsquos say an UMA nucleotide is inserted after the start codon AUG. Then the sequence of bases becomes:

AUG-AAA-UAC-GGC-U = methionine-lysine-tyrosine-glycine

Even though the rest of the sequence is unchanged, this insertion changes the reading frame and thus all of the codons that follow it. As this example shows, a frameshift mutation can dramatically change how the codons in mRNA are read. This can have a drastic effect on the protein product. Another example of the frameshift mutation due to the deletion of a nucleotide is illustrated in Figure (PageIndex<4>). In this example, a premature stop codon is created by the mutation.

Figure (PageIndex<4>): The image shows how the frame of the coding sequence of a gene changes when a nucleotide gets deleted due to mutation. Normal gene codes for a polypeptide met-lys-phe-gly-ile-val-pro. When a U from the third position of the third codon gets deleted, the polypeptide reduced to met-lys-leu-ala because the third and fourth codons code for different amino acids and the fifth codon converts to a stop codon.


4. Protein Intake during Energy Restriction

20% energy deficit, postabsorptive rates of MPS were found to be reduced by

19% compared to measurements made during body mass maintenance [80]. This decrement in MPS was likely precipitated by reduced intramuscular anabolic signaling, as evidenced by a

35% and 30% lower phosphorylation of Akt Ser473 and 4E-BP1 Thr37/46 , respectively [80]. Given that MPS is an energy-demanding process, the declines observed during caloric restriction likely represent a conservation-oriented mechanism to avoid the inefficient utilization of ATP for growth promoting processes when food availability is low. In line with this thesis, reductions in MPS occur rapidly following the onset of food deprivation. For example, Areta et al. [81] observed a

27% reduction in myofibrillar protein synthesis after only 5 days of energy restriction in young men and women. As energy restriction is prolonged, the changes in MPS appear to plateau at a level suitable to the prevailing nutrient abundance [82].

40% energy-restricted diet. They failed to demonstrate any changes in 26S proteosomal proteolytic activity, but observed a 1.2- and 1.3-fold increase in MuRF1 and atrogin1 mRNA, respectively. These observations led the authors to speculate that MPB is elevated in response to energy restriction [83]. Later, the same group showed that fractional breakdown rate was elevated

60% above basal levels after 10 days of energy deficit, with a small concomitant rise in caspase-3 [84] in a cohort of highly active cyclists. These findings are at odds with findings from our laboratory in response to a comparable dietary intervention. Hector et al. [85] exposed 24 overweight participants to a 10 d period of 40% caloric restriction (relative to energy requirements) and found no significant changes in MPB or any static marker of muscle proteolysis. The disparate observations of Carbone et al. [84] and Hector et al. [85] showing an elevated and an unchanged rate of MPB are difficult to reconcile however, they may be due to the different study populations (active adults in Carbone et al. and overweight adults in Hector et al.). Nonetheless, we contend that there is a compensatory decrease in energy-consuming processes during periods of caloric restriction. Muscle proteolysis, which is accomplished primarily via UPS-mediated degradation, is heavily reliant on ATP to fuel the conjugation and ligation of ubiquitin molecules onto a target substrate [86]. Furthermore, the tight 19S cap of the 26S proteasomal complex prohibits folded proteins from entering the 20S catalytic core [86]. Each subsequent step of protein breakdown is therefore reliant on sufficient energy. Autophagy also plays a key role in macromolecular breakdown during energy-deprived conditions, however the scope of the current review precludes a detailed discussion in this regard. Given the high energy cost of MPB, we propose that it is unlikely that energy-restriction would increase MPB to the extent observed by Carbone et al. [84]. Taken together, efforts to combat the loss of LBM during periods of energy restriction would be most fruitful by employing strategies that minimize the decrements in MPS.

27% decrement observed in postabsorptive MPS during energy restriction, and when paired with protein ingestion, significantly enhanced MPS above values obtained in energy-balance. Using ingestion of deuterium oxide, we also demonstrated a preservation of integrated myofibrillar protein synthesis, which was only observed in participants consuming 2.4 g/kg/day protein [85]. It is important to note that we studied an overweight population and therefore these findings may not be applicable to leaner subjects undergoing periods of energy restriction who, despite higher intakes of protein, may be unable to retain LBM. A meta-analysis [89] demonstrated that leaner subjects with resistance-training experience were more vulnerable to losses in LBM than exercise-naive individuals with a higher body fat percentage. Thus, athletes who tend to be leaner than the general population, and who have more training experience, have been recommended to consume protein intakes upwards of

3 g/kg/day in an attempt to prevent LBM losses during energy restriction [89]. It is important to note, however, that the protein intake necessary to offset reductions in LBM is likely more reliant upon the severity of energy restriction and the amount of resistance exercise habitually performed [90]. Nevertheless, resistance exercise when performed in conjunction with consumption of a higher protein intake is effective for mitigating losses and leading to maintenance or allowing LBM accrual, during energy restriction.


Notas de rodapé

Published by the Royal Society under the terms of the Creative Commons Attribution License http://creativecommons.org/licenses/by/4.0/, which permits unrestricted use, provided the original author and source are credited.

Referências

Ori A, Wilkinson MC, Fernig DG

. 2008 The heparanome and regulation of cell function: structures, functions and challenges . Frente. Biosci . 13, 4309–4338. (doi:10.2741/3007) Crossref, PubMed, Google Scholar

. 2014 Demystifying heparan sulfate–protein interactions . Annu. Rev. Biochem . 83, 129–157. (doi:10.1146/annurev-biochem-060713-035314) Crossref, PubMed, Google Scholar

Murphy KJ, Merry CLR, Lyon M, Thompson JE, Roberts IS, Gallagher JT

. 2004 A new model for the domain structure of heparan sulfate based on the novel specificity of K5 lyase . J. Biol. Chem . 279, 27 239–27 245. (doi:10.1074/jbc.M401774200) Crossref, Google Scholar

Ori A, Wilkinson MC, Fernig DG

. 2011 A systems biology approach for the investigation of the heparin/heparan sulfate interactome . J. Biol. Chem . 286, 19 892–19 904. (doi:10.1074/jbc.M111.228114) Crossref, ISI, Google Scholar

Maccarana M, Casu B, Lindahl U

. 1993 Minimal sequence in heparin heparan-sulfate required for binding of basic fibroblast growth factor . J. Biol. Chem . 268, 23 898–23 905. Google Scholar

Faham S, Hileman RE, Fromm JR, Linhardt RJ, Rees DC

. 1996 Heparin structure and interactions with basic fibroblast growth factor . Ciência 271, 1116–1120. (doi:10.1126/science.271.5252.1116) Crossref, PubMed, Google Scholar

Jemth P, Kreuger J, Kusche-Gullberg M, Sturiale L, Gimenez-Gallego G, Lindahl U

. 2002 Biosynthetic oligosaccharide libraries for identification of protein-binding heparan sulfate motifs: exploring the structural diversity by screening for fibroblast growth factor (FGF) 1 and FGF2 binding . J. Biol. Chem . 277, 30 567–30 573. (doi:10.1074/jbc.M203404200) Crossref, Google Scholar

2015 Distinct patterns of heparan sulphate in pancreatic islets suggest novel roles in paracrine islet regulation . Mol. Célula. Endocrinol . 399, 296–310. (doi:10.1016/j.mce.2014.09.011) Crossref, PubMed, Google Scholar

2002 Variant heparan sulfates synthesized in developing mouse brain differentially regulate FGF signaling . Glicobiologia 12, 721–727. (doi:10.1093/glycob/cwf072) Crossref, PubMed, Google Scholar

Thompson SM, Connell MG, van Kuppevelt TH, Xu R, Turnbull JE, Losty PD, Fernig DG, Jesudason EC

. 2011 Structure and epitope distribution of heparan sulfate is disrupted in experimental lung hypoplasia: a glycobiological epigenetic cause for malformation? BMC Dev. Biol . 11, 1–17. (doi:10.1186/1471-213X-11-38) Crossref, PubMed, Google Scholar

Rudland PS, Platthiggins AM, Wilkinson MC, Fernig DG

. 1993 Immunocytochemical identification of basic fibroblast growth factor in the developing rat mammary gland variations in location are dependent on glandular structure and differentiation . J. Histochem. Cytochem . 41, 887–898. (doi:10.1177/41.6.7686196) Crossref, PubMed, Google Scholar

Chang Z, Meyer K, Rapraeger AC, Friedl A

. 2000 Differential ability of heparan sulfate proteoglycans to assemble the fibroblast growth factor receptor complex in situ . FASEB J . 14, 137–144. Crossref, PubMed, Google Scholar

Friedl A, Chang Z, Tierney A, Rapraeger AC

. 1997 Differential binding of fibroblast growth factor-2 and -7 to basement membrane heparan sulfate: comparison of normal and abnormal human tissues . Sou. J. Pathol . 150, 1443–1455. PubMed, Google Scholar

Vlodavsky I, Folkman J, Sullivan R, Fridman R, Ishaimichaeli R, Sasse J, Klagsbrun M

. 1987 Endothelial cell-derived basic fibroblast growth factor: synthesis and deposition into subendothelial extracellular matrix . Proc. Natl Acad. Sci. EUA 84, 2292–2296. (doi:10.1073/pnas.84.8.2292) Crossref, PubMed, Google Scholar

Dowd CJ, Cooney CL, Nugent MA

. 1999 Heparan sulfate mediates bFGF transport through basement membrane by diffusion with rapid reversible binding . J. Biol. Chem . 274, 5236–5244. (doi:10.1074/jbc.274.8.5236) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar

Serls AE, Doherty S, Parvatiyar P, Wells JM, Deutsch GH

. 2005 Different thresholds of fibroblast growth factors pattern the ventral foregut into liver and lung . Desenvolvimento 132, 35–47. (doi:10.1242/dev.01570) Crossref, PubMed, Google Scholar

Makarenkova HP, Hoffman MP, Beenken A, Eliseenkova AV, Meech R, Tsau C, Patel VN, Lang RA, Mohammadi M

. 2009 Differential interactions of FGFs with heparan sulfate control gradient formation and branching morphogenesis . Sci. Signal . 2, ra55. (doi:10.1126/scisignal.2000304) Crossref, PubMed, Google Scholar

2009 FGF9 monomer–dimer equilibrium regulates extracellular matrix affinity and tissue diffusion . Nat. Genet . 41, 289–298. (doi:10.1038/ng.316) Crossref, PubMed, Google Scholar

Qu XX, Pan Y, Carbe C, Powers A, Grobe K, Zhang X

. 2012 Glycosaminoglycan-dependent restriction of FGF diffusion is necessary for lacrimal gland development . Desenvolvimento 139, 2730–2739. (doi:10.1242/dev.079236) Crossref, PubMed, Google Scholar

Belenkaya TY, Han C, Yan D, Opoka RJ, Khodoun M, Liu HZ, Lin XH

. 2004 Drosófila Dpp morphogen movement is independent of dynamin-mediated endocytosis but regulated by the glypican members of heparan sulfate proteoglycans . Célula 119, 231–244. (doi:10.1016/j.cell.2004.09.031) Crossref, PubMed, Google Scholar

Izvolsky KI, Shoykhet D, Yang Y, Yu Q, Nugent MA, Cardoso WV

. 2003 Heparan sulfate–FGF10 interactions during lung morphogenesis . Dev. Biol . 258, 185–200. (doi:10.1016/S0012-1606(03)00114-3) Crossref, PubMed, Google Scholar

Kleinschmit A, Koyama T, Dejima K, Hayashi Y, Kamimura K, Nakato H

. 2010 Drosófila heparan sulfate 6-O endosulfatase regulates Wingless morphogen gradient formation . Dev. Biol . 345, 204–214. (doi:10.1016/j.ydbio.2010.07.006) Crossref, PubMed, Google Scholar

Zhou SH, Lo WC, Suhalim JL, Digman MA, Gratton E, Nie Q, Lander AD

. 2012 Free extracellular diffusion creates the Dpp morphogen gradient of the drosophila wing disc . Curr. Biol . 22, 668–675. (doi:10.1016/j.cub.2012.02.065) Crossref, PubMed, Google Scholar

Kicheva A, Pantazis P, Bollenbach T, Kalaidzidis Y, Bittig T, Julicher F, Gonzalez-Gaitan M

. 2007 Kinetics of morphogen gradient formation . Ciência 315, 521–525. (doi:10.1126/science.1135774) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar

Panakova D, Sprong H, Marois E, Thiele C, Eaton S

. 2005 Lipoprotein particles are required for Hedgehog and Wingless signalling . Natureza 435, 58–65. (doi:10.1038/nature03504) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar

Kreuger J, Spillmann D, Li JP, Lindahl U

. 2006 Interactions between heparan sulfate and proteins: the concept of specificity . J. Cell Biol . 174, 323–327. (doi:10.1083/jcb.200604035) Crossref, PubMed, Google Scholar

Duchesne L, Octeau V, Bearon RN, Beckett A, Prior IA, Lounis B, Fernig DG

. 2012 Transport of fibroblast growth factor 2 in the pericellular matrix is controlled by the spatial distribution of its binding sites in heparan sulfate . PLoS Biol . 10, e1001976. (doi:10.1371/journal.pbio.1001361) Crossref, Google Scholar

2015 Cytokines and growth factors cross-link heparan sulfate . Open Biol . 5, 150046. (doi:10.1098/rsob.150046) Link, Google Scholar

2012 Diversification of the structural determinants of fibroblast growth factor-heparin interactions implications for binding specificity . J. Biol. Chem . 287, 40 061–40 073. (doi:10.1074/jbc.M112.398826) Crossref, Google Scholar

Li Y, Sun C, Yates EA, Jiang C, Wilkinson MC, Fernig DG

. 2015 Heparin binding preference and structures in the fibroblast growth factor family parallel their evolutionary diversification . Open Biol . 6, 150275. (doi:10.1098/rsob.150275) Link, Google Scholar

Sun C, Li Y, Taylor SE, Mao X, Wilkinson MC, Fernig DG

. 2015 HaloTag is an effective expression and solubilisation fusion partner for a range of fibroblast growth factors . PeerJ 3, e1060. (doi:10.7717/peerj.1060) Crossref, PubMed, Google Scholar

Rudland PS, Twiston Davies AC, Tsao SW

. 1984 Rat mammary preadipocytes in culture produce a trophic agent for mammary epithelia-prostaglandin E2 . J. Cell Physiol . 120, 364–376. (doi:10.1002/jcp.1041200315) Crossref, PubMed, Google Scholar

2008 HatoTag: a novel protein labeling technology for cell imaging and protein analysis . ACS Chem. Biol . 3, 373–382. (doi:10.1021/Cb800025k) Crossref, PubMed, Google Scholar

Rahmoune H, Chen HL, Gallagher JT, Rudland PS, Fernig DG

. 1998 Interaction of heparan sulfate from mammary cells with acidic fibroblast growth factor (FGF) and basic FGF: regulation of the activity of basic FGF by high and low affinity binding sites in heparan sulfate . J. Biol. Chem . 273, 7303–7310. (doi:10.1074/jbc.273.13.7303) Crossref, PubMed, Google Scholar

Fernig DG, Smith JA, Rudland PS

. 1990 Appearance of basic fibroblast growth factor receptors upon differentiation of rat mammary epithelial to myoepithelial-like cells in culture . J. Cell Physiol . 142, 108–116. (doi:10.1002/jcp.1041420114) Crossref, PubMed, Google Scholar

Lyon M, Deakin JA, Gallagher JT

. 1994 Liver heparan-sulfate structure: a novel molecular design . J. Biol. Chem . 269, 11 208–11 215. Google Scholar

. 2015 Fell–Muir lecture: heparan sulphate and the art of cell regulation: a polymer chain conducts the protein orchestra . Int. J. Exp. Pathol . 96, 203–231. (doi:10.1111/iep.12135) Crossref, PubMed, Google Scholar

. 2012 Analysis of fibroblast growth factor–heparin interactions. PhD thesis, University of Liverpool, Liverpool, UK. Google Scholar

Zhang XQ, Ibrahimi OA, Olsen SK, Umemori H, Mohammadi M, Ornitz DM

. 2006 Receptor specificity of the fibroblast growth factor family: the complete mammalian FGF family . J. Biol. Chem . 281, 15 694–15 700. (doi:10.1074/jbc.M601252200) Crossref, Google Scholar

Uniewicz KA, Ori A, Xu R, Ahmed Y, Wilkinson MC, Fernig DG, Yates EA

. 2010 Differential scanning fluorimetry measurement of protein stability changes upon binding to glycosaminoglycans: a screening test for binding specificity . Anal. Chem . 82, 3796–3802. (doi:10.1021/ac100188x) Crossref, PubMed, Google Scholar

Nieves DJ, Li Y, Fernig DG, Levy R

. 2015 Photothermal raster image correlation spectroscopy of gold nanoparticles in solution and on live cells . R. Soc. open sci . 2, 140454. (doi:10.1098/rsos.140454) Link, Google Scholar

. 2015 The role of heparin-binding proteins in normal pancreas and acute pancreatitis. PhD thesis, University of Liverpool, Liverpool, UK. Google Scholar

. 2015 Morphogen transport: theoretical and experimental controversies . Wiley Interdiscip. Rev. Dev. Biol . 4, 99–112. (doi:10.1002/wdev.167) Crossref, PubMed, Google Scholar

Muller P, Rogers KW, Yu SZR, Brand M, Schier AF

. 2013 Morphogen transport . Desenvolvimento 140, 1621–1638. (doi:10.1242/dev.083519) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar

. 2009 Shaping morphogen gradients by proteoglycans . Cold Spring Harbor. Perspect. Biol . 1, a002493. (doi:10.1101/cshperspect.a002493) Crossref, PubMed, Google Scholar

Wei Z, Lyon M, Gallagher JT

. 2005 Distinct substrate specificities of bacterial heparinases against N-unsubstituted glucosamine residues in heparan sulfate . J. Biol. Chem . 280, 15 742–15 748. (doi:10.1074/jbc.M501102200) Crossref, Google Scholar

2010 Membrane molecules mobile even after chemical fixation . Nat. Métodos 7, 865–866. (doi:10.1038/nmeth.f.314) Crossref, PubMed, Google Scholar

Zehe C, Engling A, Wegehingel S, Schafer T, Nickel W

. 2006 Cell-surface heparan sulfate proteoglycans are essential components of the unconventional export machinery of FGF-2 . Proc. Natl Acad. Sci. EUA 103, 15 479–15 484. (doi:10.1073/pnas.0605997103) Crossref, Google Scholar

Mundhenke C, Meyer K, Drew S, Friedl A

. 2002 Heparan sulfate proteoglycans as regulators of fibroblast growth factor-2 receptor binding in breast carcinomas . Sou. J. Pathol . 160, 185–194. (doi:10.1016/S0002-9440(10)64362-3) Crossref, PubMed, Google Scholar

2003 Shedding of membrane vesicles mediates fibroblast growth factor-2 release from cells . J. Biol. Chem . 278, 51 911–51 919. (doi:10.1074/jbc.M304192200) Crossref, Google Scholar

Shute JK, Solic N, Shimizu J, McConnell W, Redington AE, Howarth PH

. 2004 Epithelial expression and release of FGF-2 from heparan sulphate binding sites in bronchial tissue in asthma . Tórax 59, 557–562. (doi:10.1136/thx.2002.002626) Crossref, PubMed, Google Scholar

. 2004 Functions of heparan sulfate proteoglycans in cell signaling during development . Desenvolvimento 131, 6009–6021. (doi:10.1242/Dev.01522) Crossref, PubMed, Google Scholar

2007 Heparanase cleavage of perlecan heparan sulfate modulates FGF10 activity during ex vivo submandibular gland branching morphogenesis . Desenvolvimento 134, 4177–4186. (doi:10.1242/dev.011171) Crossref, PubMed, Google Scholar

. 2004 Evolution of the Fgf and Fgfr gene families . Trends Genet . 20, 563–569. (doi:10.1016/j.tig.2004.08.007) Crossref, PubMed, Google Scholar

2007 The FGF families in humans, mice, and zebrafish: their evolutional processes and roles in development, metabolism, and disease . Biol. Pharm. Bull 30, 1819–1825. (doi:10.1248/Bpb.30.1819) Crossref, PubMed, Google Scholar

. 2011 Fibroblast growth factors: from molecular evolution to roles in development, metabolism and disease . J. Biochem . 149, 121–130. (doi:10.1093/jb/mvq121) Crossref, PubMed, Google Scholar

Ornitz DM, Xu JS, Colvin JS, McEwen DG, MacArthur CA, Coulier F, Gao GX, Goldfarb M

. 1996 Receptor specificity of the fibroblast growth factor family . J. Biol. Chem . 271, 15 292–15 297. (doi:10.1074/jbc.271.25.15292) Crossref, Google Scholar

Ori A, Free P, Courty J, Wilkinson MC, Fernig DG

. 2009 Identification of heparin-binding sites in proteins by selective labeling . Mol. Célula. Proteomics 8, 2256–2265. (doi:10.1074/mcp.M900031-MCP200) Crossref, PubMed, Google Scholar

. 2004 Lipid rafts: heterogeneity on the high seas . Biochem. J . 378, 281–292. (doi:10.1042/bj20031672) Crossref, PubMed, Google Scholar

. 2010 Lipid rafts as a membrane-organizing principle . Ciência 327, 46–50. (doi:10.1126/science.1174621) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar

. 2003 Syndecans: proteoglycan regulators of cell-surface microdomains? . Nat. Rev. Mol. Cell Biol . 4, 926–937. (doi:10.1038/nrm1257) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar

Chu CL, Buczek-Thomas JA, Nugent MA

. 2004 Heparan sulphate proteoglycans modulate fibroblast growth factor-2 binding through a lipid raft-mediated mechanism (vol 379, pg 331, 2004) . Biochem J 380, 951. (doi:10.1042/bj3800951) Crossref, Google Scholar

Castellot JJ, Wong K, Herman B, Hoover RL, Albertini DF, Wright TC, Caleb BL, Karnovsky MJ

. 1985 Binding and internalization of heparin by vascular smooth-muscle cells . J. Cell. Physiol . 124, 13–20. (doi:10.1002/jcp.1041240104) Crossref, PubMed, Google Scholar

. 1984 Binding of fibronectin to gelatin and heparin: effect of surface denaturation and detergents . FEBS Lett . 174, 279–283. (doi:10.1016/0014-5793(84)81173-4) Crossref, PubMed, Google Scholar

Battaglia C, Mayer U, Aumailley M, Timpl R

. 1992 Basement-membrane heparan sulfate proteoglycan binds to laminin by its heparan sulfate chains and to nidogen by sites in the protein core . EUR. J. Biochem . 208, 359–366. (doi:10.1111/j.1432-1033.1992.tb17195.x) Crossref, PubMed, Google Scholar

Sweeney SM, Guy CA, Fields GB, San Antonio JD

. 1998 Defining the domains of type I collagen involved in heparin-binding and endothelial tube formation . Proc. Natl Acad. Sci. EUA 95, 7275–7280. (doi:10.1073/pnas.95.13.7275) Crossref, PubMed, Google Scholar

Lortat-Jacob H, Grosdidier A, Imberty A

. 2002 Structural diversity of heparan sulfate binding domains in chemokines . Proc. Natl Acad. Sci. EUA 99, 1229–1234. (doi:10.1073/pnas.032497699) Crossref, PubMed, ISI, Google Scholar

Turnbull JE, Fernig DG, Ke YQ, Wilkinson MC, Gallagher JT

. 1992 Identification of the basic fibroblast growth factor binding sequence in fibroblast heparan sulfate . J. Biol. Chem . 267, 10 337–10 341. Google Scholar

Kato M, Wang HM, Kainulainen V, Fitzgerald ML, Ledbetter S, Ornitz DM, Bernfield M

. 1998 Physiological degradation converts the soluble syndecan-1 ectodomain from an inhibitor to a potent activator of FGF-2 . Nat. Med . 4, 691–697. (doi:10.1038/nm0698-691) Crossref, PubMed, Google Scholar

. 2011 The role of the cartilage matrix in osteoarthritis . Nat. Rev. Rheumatol . 7, 50–56. (doi:10.1038/nrrheum.2010.198) Crossref, PubMed, Google Scholar