Em formação

Por que a via das pentoses fosfato é tão ativa nos eritrócitos?


Será porque o gliceraldeído -3-fosfato (uma molécula que quando entra na glicólise ajuda a produzir ATP através da fosforilação em nível de substrato) pode ser preparada sem perder um ATP por meio desse processo?


Não. Sua suposição está incorreta - o fosfato no gliceraldeído 3-fosfato tem que vir de algum lugar, e vem da glicose 6-fosfato. A razão pela qual um segundo ATP é necessário antes de você chegar ao estágio de triose fosfato na glicólise é que você está gerando dois moléculas de fosfato triose. Na via da pentose fosfato (ramo não oxidativo produtor de energia) você está não gerando duas moléculas de triose-P de uma hexose-P, você está gerando duas hexose-P e uma trisose-P de três hexose-P, como mostrado em meus Diagramas 2 e 3 abaixo. (Os outros três átomos de carbono são perdidos como CO2.)

Uma boa maneira de abordar esta questão é perguntar “O que pode ser produzido pela via da pentose fosfato que não pode ser produzido pela glicólise?”.

Glicolise pode ser resumido neste contexto como:

Glicose + NAD+ ➝ Piruvato + NADH + 2ATP

Mas para permitir que a glicólise continue, o NADH é reoxidado em NAD+:

Piruvato + NADH ➝ Lactato + NAD+

Portanto, o único produto da glicólise para o eritrócito é o ATP (principalmente para o transporte de cátions ativos para manter a forma celular), o lactato passa para o sangue para reciclagem.

A Via Pentose Fosfato (o estágio oxidativo) é mostrado no Diagrama 1, acima, e pode ser resumido da maneira feita para a glicólise como:

Glicose + ATP + 2NADP+ ➝ Ribulose 5-P + CO2 + 2NADPH

Ribulose 5-P tem dois destinos possíveis, mas apenas um difere da glicólise, então os dois produtos distintivos da via são ribose e NADPH.

Ribose é importante para a síntese de ácido nucléico, particularmente na divisão de células, explicando o aumento da atividade da via da pentose fosfato nessas células. Essa não pode ser a razão para a alta atividade da via nos eritrócitos, pois eles não têm núcleos e não se dividem. Na verdade, a ribulose 5-P é realimentada na glicólise para geração de ATP, conforme mostrado nos diagramas 2 e 3.

NADPH, então, é a resposta neste caso. É o agente redutor usado no citoplasma para processos sintéticos (ao contrário do NADH usado particularmente para geração de ATP na mitocôndria) e, portanto, a via da pentose fosfato é encontrada em células como a adiposa, glândula mamária e fígado, que sintetizam ácidos graxos, e células que sintetizam esteróides. No entanto, isso não ocorre, não há síntese de ácidos graxos ou esteróides no eritrócito.

O NADPH é importante nos eritrócitos, pois é a fonte específica do poder redutor necessário para manter a molécula de glutationa em estado reduzido. Isso tem um importante papel protetor na redução das moléculas celulares que se tornaram oxidadas pelo oxigênio molecular, um problema que é mais agudo nos eritrócitos do que talvez em quaisquer outras células, visto que são os portadores do oxigênio molecular. A membrana celular é particularmente propensa a danos oxidativos. Você pode ler sobre isso online neste capítulo em Berg et al.


Fosfato Pentose

Uma via alternativa para a glicólise é a via ou shunt da pentose monofosfato (ver Fig. 65.2), que também está situada no citosol. Sua função principal é fornecer um suprimento de açúcares pentose, essenciais na síntese de nucleotídeos e ácidos nucléicos, e a forma reduzida de nicotinamida adenina dinucleotídeo fosfato (NADPH), uma forma fosforilada de NADH usada em uma variedade de vias biossintéticas. A via começa com glicose-6-fosfato e, por fim, forma duas moléculas de NADPH e uma molécula de ribose-5-fosfato. O excesso de ribose-5-fosfato, não necessário na síntese de nucleotídeos, é desviado de volta para a via glicolítica como frutose-6-fosfato e gliceraldeído-3-fosfato. A via da pentose fosfato não usa ATP ou oxigênio, quer a glicose seja metabolizada por essa via ou pela via glicolítica, parece depender se a célula está envolvida na biossíntese. É particularmente importante no fígado.


5.7C: O Shunt Pentose Fosfato

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A via da pentose fosfato (PPP também chamada de via do fosfogluconato e shunt de hexose monofosfato) é um processo que quebra a glicose-6-fosfato em NADPH e pentoses (açúcares de 5 carbonos) para uso em processos biológicos a jusante. Existem duas fases distintas no caminho: a fase oxidativa e a fase não oxidativa. A primeira é a fase oxidativa em que a glicose-6-fosfato é convertida em ribulose-5-fosfato. Durante este processo, duas moléculas de NADP + são reduzidas a NADPH. A reação geral para este processo é:

Figura: Figura 1 Via da Pentose Fosfato: A via da pentose fosfato gera equivalentes redutores na forma de NADPH. É usado em reações de biossíntese redutiva dentro das células (por exemplo, síntese de ácidos graxos). Produz ribulose-5-fosfato, utilizado na síntese de nucleotídeos. Também produz ácidos nucléicos e eritrose-4-fosfato, usados ​​na síntese de aminoácidos aromáticos.

Glicose 6-fosfato + 2 NADP + + H2O & rarr ribulose-5-fosfato + 2 NADPH + 2 H + + CO2

A segunda fase dessa via é a síntese não oxidativa de açúcares de 5 carbonos. Dependendo do estado do corpo, a ribulose-5-fosfato pode se isomerizar reversivelmente em ribose-5-fosfato. Ribulose-5-fosfato pode alternativamente sofrer uma série de isomerizações, bem como transaldolações e transcetolações que resultam na produção de outros fosfatos de pentose incluindo frutose-6-fosfato, eritrose-4-fosfato e gliceraldeído-3-fosfato (ambos intermediários em glicolise). Esses compostos são usados ​​em uma variedade de processos biológicos diferentes, incluindo a produção de nucleotídeos e ácidos nucléicos (ribose-5-fosfato), bem como a síntese de aminoácidos aromáticos (eritrose-4-fosfato).

A glicose-6-fosfato desidrogenase é a enzima que controla a taxa nesta via. É estimulado alostericamente por NADP +. As vias que utilizam NADPH, como a síntese de ácidos graxos, geram NADP +, que estimula a glicose-6-fosfato desidrogenase a produzir mais NADPH. Em mamíferos, o PPP ocorre exclusivamente no citoplasma e é mais ativo no fígado, glândula mamária e córtex adrenal. A proporção de NADPH: NADP + é normalmente cerca de 100: 1 no citosol do fígado, tornando o citosol um ambiente altamente redutor.

O PPP é uma das três principais formas pelas quais o corpo cria moléculas com poder redutor, sendo responsável por aproximadamente 60% da produção de NADPH em humanos. Embora o PPP envolva a oxidação da glicose, seu papel principal é anabólico em vez de catabólico, usando a energia armazenada no NADPH para sintetizar moléculas grandes e complexas a partir de pequenos precursores.

Além disso, o NADPH pode ser usado pelas células para prevenir o estresse oxidativo. NADPH reduz a glutationa via glutationa redutase, que converte o H reativo2O2 em H2O por glutationa peroxidase. Por exemplo, os eritrócitos geram uma grande quantidade de NADPH através da via da pentose fosfato para uso na redução da glutationa.

Figura: Síntese de ácidos graxos: Síntese de ácidos graxos saturados de cadeia reta


Etapas da via da pentose fosfato

O processo da via da pentose fosfato pode ser resumido em duas fases, isto é, fase oxidativa e não oxidativa.

Fase Oxidativa

A fase oxidativa da via HMP inclui a seguinte série de reações:

Passo 1: Primeiro, seis moléculas de 6-fosfato de glicose irão oxidar em 6-fosfoglucolactona na presença de seis moléculas de coenzima NADP. Glicose 6-fosfato desidrogenase catalisa a conversão da primeira etapa em PPP (via da pentose fosfato) e resulta na liberação de seis NADPH2 moléculas.

Passo 2: Em seguida, as seis moléculas de 6-fosfoglucolactona hidrolisam em ácido 6-fosfoglucônico pela água. Lactonase catalisa essa conversão.


Etapa 3: Posteriormente, seis moléculas de ácido 6-fosfoglucônico sofrem carboxilação oxidativa em 5-fosfato de ribulose na presença de seis moléculas de NADP (coenzima). Uma enzima ácido fosfoglucônico desidrogenase catalisa essa conversão. Esta etapa libera seis NADPH2 moléculas.


Fase Não-oxidativa

Passo 4: Depois disso, seis moléculas de 5-fosfato de ribulose sofrem isomerização por uma enzima ribulose fosfato 3-epimerase e pentose fosfato isomerase em quatro moléculas de 5-fosfato de xilulose e duas moléculas de 5-fosfato de ribose, respectivamente.


Etapa 5: Em seguida, duas moléculas de 5-fosfato de xilulose e duas moléculas de 5-fosfato de ribose se combinam para formar 2 moléculas cada uma de 7-fosfato de sedoheptulose e 3-fosfogliceraldeído. Esta reação é catalisada por transcetolase.


Etapa 6: Depois disso, duas moléculas de 7-fosfato de sedoheptulose e moléculas de 3-fosfogliceraldeído se combinam para formar 2 moléculas de frutose 6-fosfato e eritrose 4-fosfato, respectivamente. Esta reação é catalisada por transaldolase.


Etapa 7: Em seguida, uma molécula de 3-fosfogliceraldeído isomeriza em dihidroxiacetona-fosfato por uma enzima fosfotriose isomerase.


Etapa 8: Em seguida, uma molécula de 3-fosfogliceraldeído se combina com o dihidroxiacetona-fosfato e se converte em frutose 1,6-bifosfato por uma enzima aldolase. A frutose 1, 6-bifosfato se converte ainda em frutose 6-fosfato por uma enzima “fosfatase”.


Etapa 9: Por fim, cinco moléculas de 6-fosfato de frutose se convertem em cinco moléculas de 6-fosfato de glicose por meio de uma enzima fosfohexose isomerase.

Produção líquida: A produção líquida na via HMP inclui seis CO2 moléculas e 6 NADPH2 moléculas.

Ocorrência

A via da pentose fosfato ocorre em todos os organismos vivos, mas em locais diferentes, por exemplo:

  • Em célula animal: PPP ocorre no citosol ou citoplasma da célula.
  • Célula vegetal: PPP ocorre no plastídio.
  • Em humanos: Varia de lenços de papel aos tecidos.

Significado

A via da pentose fosfato é um caminho alternativo para a degradação ou quebra de carboidratos, pois oxida diretamente a glicose 6-fosfato sem entrar no ciclo de glicólise. Ribulose 5-fosfato sendo um aceptor primário de CO2, participa do CO2 fixação dos organismos fotossintéticos durante o ciclo de Calvin. Ribulose 5-fosfato também ajuda na síntese de Riboflavina.

Outro intermediário do PPP é a ribose 5-fosfato, que ajuda na nucleotídeo e síntese de ácido nucléico. 4-fosfato de eritrose ajuda na síntese de fenilalanina, triptofano, tirosina etc. Sedoheptulose 7-fosfato ajuda na síntese de heptoses na camada de lipopolissacarídeo de bactérias gram-negativas.

O NADPH2 produzido na via HMP ajuda na biossíntese de redução de ácidos graxos, hormônios esteróides, etc. A via do HMP também desempenha um papel essencial nas hemácias para produzir NADPH2, pois não têm mitocôndrias. É o único via citoplasmática que gera NADPH2 como única fonte de energia, mas não ATP.


Os eritrócitos passam pela via das pentoses fosfato?

Por alguma razão, escrevi em minhas anotações que sim, mas não vejo por que precisariam. Eu pensei que o PPP é feito principalmente em células que se dividem rapidamente, bem como células que sofrem FA syn e ox.

A menos que sejam bc RBCs, então transportam o NAPDH e as pentoses para as células do corpo inteiro ??

Os eritrócitos são extremamente propensos a lesões oxidativas, portanto, precisam de grandes quantidades de NADPH para manter a glutationa reduzida. É por isso que a deficiência de glicose 6 fosfato desidrogenase comumente leva à lise de hemácias, uma vez que você não pode parar o estresse oxidativo

Parece que você está certo, mas isso pode ter sido apenas um pequeno detalhe em um livro de crítica. Parece um pouco além do escopo de você apenas saber, pode ser dado como uma passagem. O principal sobre o PPP é, como você disse, ele regenera o NADPH e fornece açúcares ribose para a síntese de DNA.


Via Pentose Fosfato

A glicose na maioria dos tecidos animais é catabolizada em duas moléculas de piruvato. O processo ocorre por meio da via glicolítica. Mais tarde, o piruvato é oxidado através do ciclo do ácido cítrico para produzir ATP. No entanto, outro destino metabólico está presente para a glicose. Ele gera o NADPH e também alguns produtos especializados essenciais para as células.

O que é a via da pentose fosfato?

Também chamado de shunt de hexose monofosfato, é uma via metabólica que gera pentoses (açúcar de 5 carbonos) e NADPH. Curiosamente, a via envolve a oxidação da glicose, mas seu papel principal nas células é anabólico, não catabólico. Faz uso do NADP + para regenerar o NADPH por meio da reação de oxidação / redução. A reação também inclui a formação de ribose 5-fosfato obtido principalmente a partir de glicose 6-fosfato.

O NADPH é essencial para a síntese de ácidos graxos e desempenha um papel importante nas reações redutivas no anabolismo. No que diz respeito aos glóbulos vermelhos, o NADPH atua reduzindo a forma dissulfeto da glutationa e o ndashit a transforma na forma sulfidrila. A glutationa reduzida ajuda a manter a estrutura normal dos glóbulos vermelhos. Também ajuda a manter a hemoglobina no estado ferroso.

O processo ocorre no citosol na maioria dos organismos, mas a maior parte do processo ocorre nos plastídios das plantas. A porção não oxidativa da via da pentose fosfato cria a molécula da cadeia de carbono, cada uma com 3-7 carbonos. Esses compostos servem como intermediários na gliconeogênese e glicólise ou outros processos biossintéticos.

Qual é o processo da via das pentoses fosfato?

Tem duas fases específicas - a fase não oxidativa e a fase oxidativa. A fase oxidativa ocorre primeiro e converte a glicose 6-fosfato em ribulose-5-fosfato. Dois mols de NADP + são reduzidos a NADPH durante o processo. Aqui está como todo o processo ocorre.

Glicose 6-fosfato + 2 NADP + + H2O & rarr ribulose-5-fosfato + 2 NADPH + 2 H + + CO2

A síntese não oxidativa de açúcares de 5 carbonos ocorre após a fase oxidativa. Nesta fase, ribulose-5-fosfato às vezes isomeriza-se a ribose-5-fosfato. Isso geralmente depende do estado do corpo. Ribulose-5-fosfato também pode sofrer isomerizações, bem como transcetolações e transaldolações. O processo produz pentose fosfatos, como eritrose-4-fosfato, frutose-6-fosfato e gliceraldeídos-3-fosfato. Todos esses compostos são essenciais para uma variedade de processos biológicos, incluindo a síntese de aminoácidos aromáticos e a produção de ácidos nucléicos e nucleotídeos.

A glicose-6-fosfato desidrogenase, que é estimulada pelo NADP +, atua como a enzima de controle da taxa na via da pentose fosfato. O processo produz caminhos que utilizam o NADPH, que por sua vez gera o NADP +. Isso estimula a glicose-6-fosfato desidrogenase para continuar com a produção de NADPH. Em mamíferos, a via ocorre apenas no citoplasma e é mais ativa na glândula mamária, fígado e córtex adrenal. Sempre há uma proporção entre NADPH e NADP +, que fica em 100: 1 para NADPH: NADP +.

A Via das Pentoses Fosfato está entre as formas como seu corpo trabalha para criar moléculas com poder redutor. A via produz até 60% do NADPH necessário para o funcionamento saudável do corpo. Envolve a oxidação da glicose, mas faz uso da energia armazenada no NADPH para sintetizar moléculas complexas. Portanto, é considerado anabólico, não catabólico.

Além do mais, as células do seu corpo também usam NADPH para lidar com o estresse oxidativo. A glutationa é reduzida pelo NADPH por meio da glutationa redutase. O processo converte H reativo2O2 em H2O. Isso significa que os eritrócitos atuam através da via da pentose fosfato para obter a quantidade necessária de NADPH para a redução da glutationa.


Conteúdo

Quatro isozimas de piruvato quinase expressas em vertebrados: L (fígado), R (eritrócitos), M1 (músculo e cérebro) e M2 (tecido fetal precoce e a maioria dos tecidos adultos). As isozimas L e R são expressas pelo gene PKLR, enquanto as isozimas M1 e M2 são expressas pelo gene PKM2. As isozimas R e L diferem de M1 e M2 por serem reguladas alostericamente. Cineticamente, as isozimas R e L da piruvato quinase têm dois estados de conformação distintos, um com alta afinidade para o substrato e outro com baixa afinidade para o substrato. O estado R, caracterizado por alta afinidade ao substrato, atua como forma ativada da piruvato quinase e é estabilizado por PEP e frutose 1,6-bifosfato (FBP), promovendo a via glicolítica. O estado T, caracterizado pela baixa afinidade pelo substrato, atua como a forma inativada da piruvato quinase, ligada e estabilizada por ATP e alanina, causando fosforilação da piruvato quinase e inibição da glicólise. [3] A isozima M2 da piruvato quinase pode formar tetrâmeros ou dímeros. Os tetrâmeros têm alta afinidade para PEP, enquanto os dímeros têm baixa afinidade para PEP. A atividade enzimática pode ser regulada por fosforilação de tetrâmeros altamente ativos de PKM2 em dímeros inativos. [4]

O gene PKM consiste em 12 exons e 11 introns. PKM1 e PKM2 são diferentes produtos de splicing do gene M (PKM1 contém o exon 9 enquanto PKM2 contém o exon 10) e diferem apenas em 23 aminoácidos dentro de um trecho de 56 aminoácidos (aa 378-434) em seu terminal carboxi. [5] [6] O gene PKM é regulado por proteínas ribonucleotídicas heterogêneas, como hnRNPA1 e hnRNPA2. [7] O monômero PKM2 humano tem 531 aminoácidos e é uma única cadeia dividida em domínios A, B e C. A diferença na sequência de aminoácidos entre PKM1 e PKM2 permite que PKM2 seja regulado alostericamente por FBP e forme dímeros e tetrâmeros, enquanto PKM1 só pode formar tetrâmeros. [8]

Muitas Enterobacteriaceae, incluindo E. coli, têm duas isoformas de piruvato quinase, PykA e PykF, que são 37% idênticas em E. coli (Uniprot: PykA, PykF). Eles catalisam a mesma reação dos eucariotos, ou seja, a geração de ATP a partir de ADP e PEP, a última etapa da glicólise, uma etapa que é irreversível em condições fisiológicas. PykF é regulado alostericamente por FBP, que reflete a posição central de PykF no metabolismo celular. [9] Transcrição de PykF em E. coli é regulado pelo regulador transcricional global, Cra (FruR). [10] [11] [12] PfkB mostrou ser inibido por MgATP em baixas concentrações de Fru-6P, e essa regulação é importante para a gliconeogênese. [13]

Edição de glicólise

Existem duas etapas na reação da piruvato quinase na glicólise. Primeiro, a PEP transfere um grupo fosfato para o ADP, produzindo ATP e o enolato de piruvato. Em segundo lugar, um próton deve ser adicionado ao enolato de piruvato para produzir a forma funcional de piruvato que a célula requer. [14] Como o substrato para a piruvato quinase é um fosfo-açúcar simples e o produto é um ATP, a piruvato quinase é uma possível enzima básica para a evolução do ciclo da glicólise e pode ser uma das enzimas mais antigas em toda a Terra vida baseada.O fosfoenolpiruvato pode estar presente de forma abiótica e foi demonstrado que é produzido com alto rendimento em uma via de glicólise da triose primitiva. [15]

Em células de levedura, a interação da piruvato quinase de levedura (YPK) com PEP e seu efetor alostérico Frutose 1,6-bifosfato (FBP,) foi encontrada para ser aumentada pela presença de Mg 2+. Portanto, concluiu-se que o Mg 2+ é um importante cofator na catálise da PEP em piruvato pela piruvato quinase. Além disso, o íon metálico Mn 2+ mostrou ter um efeito semelhante, mas mais forte sobre YPK do que Mg 2+. A ligação de íons metálicos aos locais de ligação de metal na piruvato quinase aumenta a velocidade dessa reação. [16]

A reação catalisada pela piruvato quinase é a etapa final da glicólise. É uma das três etapas limitantes dessa via. As etapas de limitação de taxa são as etapas mais lentas e reguladas de uma via e, portanto, determinam a taxa geral da via. Na glicólise, as etapas limitantes da taxa são acopladas à hidrólise do ATP ou à fosforilação do ADP, fazendo com que a via seja energeticamente favorável e essencialmente irreversível nas células. Esta etapa final é altamente regulada e deliberadamente irreversível porque o piruvato é um bloco de construção intermediário crucial para outras vias metabólicas. [17] Uma vez que o piruvato é produzido, ele entra no ciclo do TCA para produção adicional de ATP sob condições aeróbicas ou é convertido em ácido lático ou etanol sob condições anaeróbicas.

Gliconeogênese: a reação reversa Editar

A piruvato quinase também atua como uma enzima reguladora da gliconeogênese, uma via bioquímica na qual o fígado gera glicose a partir do piruvato e outros substratos. A gliconeogênese utiliza fontes não-carboidratos para fornecer glicose ao cérebro e aos glóbulos vermelhos em tempos de inanição, quando as reservas diretas de glicose se esgotam. [17] Durante o jejum, a piruvato quinase é inibida, evitando assim que o "vazamento" do fosfoenolpiruvato seja convertido em piruvato [17]. Em vez disso, o fosfoenolpiruvato é convertido em glicose por meio de uma cascata de reações de gliconeogênese. Embora utilize enzimas semelhantes, a gliconeogênese não é o reverso da glicólise. Em vez disso, é uma via que contorna as etapas irreversíveis da glicólise. Além disso, a gliconeogênese e a glicólise não ocorrem simultaneamente na célula em um dado momento, pois são reguladas reciprocamente pela sinalização celular. [17] Uma vez que a via da gliconeogênese esteja completa, a glicose produzida é expelida do fígado, fornecendo energia para os tecidos vitais em jejum.

A glicólise é altamente regulada em três de suas etapas catalíticas: a fosforilação da glicose pela hexocinase, a fosforilação da frutose-6-fosfato pela fosfofrutocinase e a transferência do fosfato de PEP para ADP pela piruvato quinase. Em condições de tipo selvagem, todas as três dessas reações são irreversíveis, têm uma grande energia livre negativa e são responsáveis ​​pela regulação desta via. [17] A atividade da piruvato quinase é mais amplamente regulada por efetores alostéricos, modificadores covalentes e controle hormonal. No entanto, o regulador da piruvato quinase mais significativo é a frutose-1,6-bifosfato (FBP), que atua como um efetor alostérico para a enzima.

Efetores alostéricos Editar

A regulação alostérica é a ligação de um efetor a um local da proteína diferente do local ativo, causando uma mudança conformacional e alterando a atividade daquela determinada proteína ou enzima. A piruvato quinase foi encontrada para ser alostericamente ativada por FBP e alostericamente inativada por ATP e alanina. [18] A tetramerização da piruvato quinase é promovida por FBP e serina, enquanto a dissociação do tetrâmero é promovida pela L-cisteína. [19] [20] [21]

Frutose-1,6-bisfosfato Editar

FBP é a fonte mais significativa de regulação porque vem de dentro da via da glicólise. O FBP é um intermediário glicolítico produzido a partir da fosforilação da frutose 6-fosfato. O FBP se liga ao sítio de ligação alostérico no domínio C da piruvato quinase e altera a conformação da enzima, causando a ativação da atividade da piruvato quinase. [22] Como um intermediário presente na via glicolítica, o FBP fornece estimulação feedforward porque quanto maior a concentração de FBP, maior a ativação alostérica e a magnitude da atividade da piruvato quinase. A piruvato quinase é mais sensível aos efeitos do FBP. Como resultado, o restante dos mecanismos regulatórios servem como modificação secundária. [9] [23]

Modificadores covalentes Editar

Os modificadores covalentes atuam como reguladores indiretos, controlando a fosforilação, desfosforilação, acetilação, succinilação e oxidação de enzimas, resultando na ativação e inibição da atividade enzimática. [24] No fígado, o glucagon e a epinefrina ativam a proteína quinase A, que atua como um modificador covalente pela fosforilação e desativação da piruvato quinase. Em contraste, a secreção de insulina em resposta à elevação do açúcar no sangue ativa a fosfoproteína fosfatase I, causando a desfosforilação e ativação da piruvato quinase para aumentar a glicólise. A mesma modificação covalente tem efeito oposto nas enzimas da gliconeogênese. Esse sistema de regulação é responsável por evitar um ciclo fútil por meio da prevenção da ativação simultânea da piruvato quinase e das enzimas que catalisam a gliconeogênese. [25]

Proteína de ligação ao elemento de resposta a carboidratos (ChREBP) Editar

Verificou-se que a ChREBP é uma proteína essencial na transcrição do gene da isoenzima L da piruvato quinase. Os domínios de ChREBP são locais alvo para a regulação da piruvato quinase por glicose e cAMP. Especificamente, a ChREBP é ativada por uma alta concentração de glicose e inibida por AMPc. A glicose e o cAMP atuam em oposição um ao outro por meio da regulação do modificador covalente. Enquanto o cAMP se liga aos sítios de ligação Ser196 e Thr666 de ChREBP, causando a fosforilação e inativação da piruvato quinase, a glicose se liga aos sítios de ligação Ser196 e Thr666 de ChREBP, causando a desfosforilação e ativação da piruvato quinase. Como resultado, o cAMP e o excesso de carboidratos demonstraram desempenhar um papel indireto na regulação da piruvato quinase. [26]

Controle hormonal Editar

A fim de evitar um ciclo fútil, a glicólise e a gliconeogênese são fortemente reguladas para garantir que nunca operem na célula ao mesmo tempo. Como resultado, a inibição da piruvato quinase pelo glucagon, AMP cíclico e epinefrina, não apenas desliga a glicólise, mas também estimula a gliconeogênese. Alternativamente, a insulina interfere com o efeito do glucagon, AMP cíclico e epinefrina, fazendo com que a piruvato quinase funcione normalmente e a gliconeogênese seja desligada. Além disso, descobriu-se que a glicose inibe e interrompe a gliconeogênese, deixando a atividade da piruvato quinase e a glicólise inalteradas. No geral, a interação entre os hormônios desempenha um papel fundamental no funcionamento e na regulação da glicólise e da gliconeogênese na célula. [27]

Efeito inibitório da metformina Editar

A metformina, ou dimetilbiguanida, é o principal tratamento usado para o diabetes tipo 2. A metformina demonstrou afetar indiretamente a piruvato quinase por meio da inibição da gliconeogênese. Especificamente, a adição de metformina está ligada a uma diminuição acentuada no fluxo de glicose e aumento no fluxo de lactato / piruvato de várias vias metabólicas. Embora a metformina não afete diretamente a atividade da piruvato quinase, ela causa uma diminuição na concentração de ATP. Devido aos efeitos inibitórios alostéricos do ATP na piruvato quinase, uma diminuição no ATP resulta na diminuição da inibição e na estimulação subsequente da piruvato quinase. Consequentemente, o aumento na atividade da piruvato quinase direciona o fluxo metabólico através da glicólise, ao invés da gliconeogênese. [28]

Edição da Regulação do Gene

Proteínas ribonucleotídicas heterogêneas (hnRNPs) podem atuar no gene PKM para regular a expressão das isoformas M1 e M2. As isoformas PKM1 e PKM2 são variantes de splice do gene PKM que diferem por um único exon. Vários tipos de hnRNPs, como hnRNPA1 e hnRNPA2, entram no núcleo durante condições de hipóxia e modulam a expressão de modo que PKM2 seja regulado para cima. [29] Hormônios como a insulina regulam positivamente a expressão de PKM2, enquanto hormônios como tri-iodotironina (T3) e glucagon auxiliam na regulação negativa de PKM2. [30]

Edição de deficiência

Defeitos genéticos dessa enzima causam a doença conhecida como deficiência de piruvato quinase. Nessa condição, a falta de piruvato quinase retarda o processo de glicólise. Esse efeito é especialmente devastador em células que não possuem mitocôndrias, porque essas células devem usar a glicólise anaeróbica como sua única fonte de energia porque o ciclo do TCA não está disponível. Por exemplo, os glóbulos vermelhos, que em um estado de deficiência de piruvato quinase, tornam-se rapidamente deficientes em ATP e podem sofrer hemólise. Portanto, a deficiência de piruvato quinase pode causar anemia hemolítica não esferocítica crônica (CNSHA). [31]

Edição de mutação do gene PK-LR

A deficiência de piruvato quinase é causada por um traço autossômico recessivo. Os mamíferos têm dois genes de piruvato quinase, PK-LR (que codifica as isoenzimas L e R da piruvato quinase) e PK-M (que codifica a isozima M1 da piruvato quinase), mas apenas PKLR codifica a isoenzima vermelha do sangue que afeta a deficiência de piruvato quinase. Mais de 250 mutações no gene PK-LR foram identificadas e associadas à deficiência de piruvato quinase. O teste de DNA guiou a descoberta da localização do PKLR no cromossomo 1 e o desenvolvimento de testes de sequenciamento de genes diretos para diagnosticar molecularmente a deficiência de piruvato quinase. [32]

Aplicações da inibição da piruvato quinase Editar

Edição de inibição de espécies reativas de oxigênio (ROS)

As espécies reativas de oxigênio (ROS) são formas quimicamente reativas de oxigênio. Em células pulmonares humanas, ROS demonstrou inibir a isozima M2 da piruvato quinase (PKM2). ROS atinge esta inibição oxidando Cys358 e inativando PKM2. Como resultado da inativação de PKM2, o fluxo de glicose não é mais convertido em piruvato, mas é utilizado na via da pentose fosfato, resultando na redução e desintoxicação de ROS. Dessa forma, os efeitos deletérios das ROS são aumentados e causam maior estresse oxidativo nas células pulmonares, levando à potencial formação de tumor. Este mecanismo inibitório é importante porque pode sugerir que os mecanismos reguladores em PKM2 são responsáveis ​​por auxiliar a resistência das células cancerosas ao estresse oxidativo e aumentar a tumorigênese. [33] [34]

Edição de inibição de fenilalanina

Verificou-se que a fenilalanina funciona como um inibidor competitivo da piruvato quinase no cérebro. Embora o grau de atividade inibitória da fenilalanina seja semelhante nas células fetais e adultas, as enzimas nas células cerebrais fetais são significativamente mais vulneráveis ​​à inibição do que aquelas nas células cerebrais adultas. Um estudo de PKM2 em bebês com a doença genética cerebral fenilcetonúrica (PKU), mostrou níveis elevados de fenilalanina e diminuição da eficácia de PKM2. Este mecanismo inibitório fornece informações sobre o papel da piruvato quinase no dano às células cerebrais. [35] [36]

Piruvato Quinase em Câncer Editar

As células cancerosas possuem maquinaria metabólica caracteristicamente acelerada e acredita-se que a piruvato quinase tenha um papel no câncer. Quando comparadas às células saudáveis, as células cancerosas têm níveis elevados da isoforma PKM2, especificamente o dímero de baixa atividade. Portanto, os níveis séricos de PKM2 são usados ​​como marcadores de câncer. O dímero de baixa atividade permite o acúmulo de fosfoenol piruvato (PEP), deixando grandes concentrações de intermediários glicolíticos para a síntese de biomoléculas que serão eventualmente utilizadas pelas células cancerosas. [8] A fosforilação de PKM2 pela proteína quinase 1 ativada por mitogênio (ERK2) causa alterações conformacionais que permitem que PKM2 entre no núcleo e regule a expressão gênica glicolítica necessária para o desenvolvimento do tumor. [37] Alguns estudos afirmam que há uma mudança na expressão de PKM1 para PKM2 durante a carcinogênese. Microambientes tumorais como a hipóxia ativam fatores de transcrição como o fator indutível por hipóxia para promover a transcrição de PKM2, que forma um ciclo de feedback positivo para aumentar sua própria transcrição. [8]

Uma enzima reversível com função semelhante, piruvato fosfato dicinase (PPDK), é encontrada em algumas bactérias e foi transferida para uma série de grupos de eucariotos anaeróbicos (por exemplo, Streblomastix, Giardia, Entamoeba, e Trichomonas), parece que ocorre por meio de transferência horizontal de genes em duas ou mais ocasiões. Em alguns casos, o mesmo organismo terá piruvato quinase e PPDK. [38]


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Por que a via das pentoses fosfato é tão ativa nos eritrócitos? - Biologia

A Via Pentose Fosfato: Uma Visão Geral

John F. Williams, Escola de Pesquisa de Química, Instituto de Estudos Avançados, Universidade Nacional Australiana, Canberra, Austrália

O tratamento básico da via das pentoses fosfato (PPP) descreve sua natureza e ocorrência no citoplasma da maioria das células. O esquema de reação é de dois segmentos, oxidativo e não oxidativo. As reações do segmento oxidativo são poucas e envolvem a descarboxilação de glicose 6-fosfato (Glc 6-P) em ribulose 5-fosfato (Ru 5-P) e CO2 via 6-fosfogluconolactona e 6-fosfogluconato (6-PG). Produção concomitante de dois moles de NADPH e H + para cada mol de Glc 6-P convertido em Ru 5-P. As reações não oxidativas são descritas classicamente com uma sequência de reação ordenada de etapas reversíveis para a interconversão de outros produtos de pentose fosfato que se originam de Ru 5-P por epimerase e enzimas isomerase. As reações do PPP também ligam a formação de intermediários de fosfato de açúcar (unidades de glicolil) contendo 3-7 átomos de carbono que são gerados por reações de equilíbrio livremente reversíveis catalisadas em ordem fixa pela transcetolase e tansaldolase. Essas reações permitem que as seguintes três funções biossintéticas do PPP surjam: energia celular, crescimento e reparo. Especificamente via 1) a contribuição do segmento oxidativo de um alto potencial redox NADPH / NADP + que fornece elétrons para a maioria dos processos anabólicos redutivos2) a formação de ribose 5-fosfato (Rib 5-P) para toda a biossíntese de nucleotídeos e ácidos nucleicos, que é uma demanda que geralmente não excede 2% de todo Glc metabolizado pela atividade PPP e (c) um pool de armazenamento de diversas unidades de glicolil fosforiladas que podem ser usadas diretamente ou como sinais para reações biossintéticas e de produção de energia por outras vias. Finalmente, as reações selecionadas do segmento não oxidativo também fazem parte do evento sintético e de sustentação da vida mais extenso do planeta, ou seja, a via redutiva fotossintética do CO.2 assimilação em todas as plantas C-3.

A história da revelação de muitos dos eventos acima revela exemplos de profunda fraqueza nas evidências usadas para justificar a descrição da via não oxidativa. Essas instâncias são identificadas e discutidas nesta visão geral e mostram que as descrições do PPP nos livros didáticos são tão incompletas e enganosas que o esquema da via é considerado errôneo.

Uma narração figurativa que descreve parte da bioquímica elementar da via da pentose fosfato (PPP) do metabolismo da glicose (Figs. 1 e 2) (1) apareceu, com escopo de tratamento cada vez menor, em todos os livros de bioquímica geral desde 1954. é um esquema de reações exclusivamente confinado no citoplasma da maioria das células. As poucas reações do segmento oxidativo (Fig. 1) estão completamente estabelecidas e estão além da contenção. Essa certeza não pode ser reivindicada para a atribuição da composição da enzima, identificação correta de todos os reagentes, nem a ordem da reação para o segmento não oxidativo (Fig. 2). Otto Warburg, um bioquímico alemão e ganhador do Nobel, foi a figura dominante no desdobramento da química das reações da Fig. 1. Bernard L. Horecker, um enzimologista americano, pode justificadamente reivindicar muito dessa distinção para o esquema da Fig. 2 (2).

As reações e significância do segmento oxidativo

O primeiro passo para a descoberta do PPP começou no outono de 1929, quando Otto Warburg chegou a Baltimore para fazer a Palestra Herter no Hospital John's Hopkins. Como parte da visita, ele foi convidado para o laboratório da E.S.G. Barron para testemunhar uma demonstração de alguns resultados notáveis ​​e intrigantes que Barron e Harrop publicaram recentemente (3). A demonstração envolveu um sistema simples, a saber, a reação da glicose com eritrócitos não nucleados na presença e ausência de azul de metileno (MeB). O azul de metileno é um de um grande número de corantes orgânicos que formam sistemas de oxidação-redução eletromotivamente ativos. O MeB foi usado com sucesso por Torsten Thunberg, durante a década anterior, para a identificação de muitas reações de desidrogenase. No entanto, uma diplomacia considerável era necessária para uma apresentação pacífica do sistema de reação de Barron, porque Warburg havia sido publicamente mordaz ao condenar as reações bioquímicas que incluíam o MeB. Apesar desse preconceito, quando Warburg observou o resultado dos experimentos de Barron, ele ficou realmente surpreso. Em 1929, era aceito que todo o metabolismo da glicose nos eritrócitos era por glicólise com a formação de dois equivalentes de lactato, que eram difundidos pelas células. Contrariamente a esta expectativa, os dados de Barron com MeB como reagente mostraram uma supressão de 50% da extensão da glicólise e formação de lactato, enquanto a taxa e extensão da utilização da glicose foi mantida e acompanhada por uma rápida captação de oxigênio. Florkin (4) escreveu: “Em Baltimore, Warburg viu claramente, pela primeira vez em sua experiência, uma desidrogenase em ação, embora o azul de metileno estivesse envolvido”.

Warburg voltou a Berlim onde, com seu colega W. Christian, repetiu e estendeu o trabalho de Barron e nos 18 meses seguintes mostrou que o fenômeno, que foi testemunhado pela primeira vez em Baltimore, compreendeu a seguinte sequência de reações [reações (1) - (5)].

As reações (1) - (5) abrangem a divulgação de 1) as reações do segmento oxidativo do PPP, 2) a descoberta de um novo nucleotídeo de piridina-NADP +, e 3) a detecção de uma flavoproteína de mononucleotídeo de flavina (FMN) (inicialmente chamada de “Enzima amarela velha”) e o reconhecimento de seu papel como um transportador catalítico de equivalentes redutores de nucleotídeo de piridina reduzido para oxigênio molecular via MeB. Não pode haver contradição de que o desenrolar das reações das reações (1) - (5) marcou um momento histórico de grande conquista na pesquisa bioquímica. A conquista foi levar Warburg e Christian a descobrir e caracterizar glicose 6-fosfato desidrogenase (Zwischenferment) (Glc 6-PDH) (EC 1.1.1.49) e NADP + (Wasserstoffubertragendes).

Em 1931, Warburg e Christian (5) relataram as primeiras descobertas sobre Glc 6-PDH e a conversão de glicose 6-fosfato (Glc 6-P) em 6-fosfoglucono 8-lactona, Keq = 6 x 10 7 (Fig. 1). Warburg estabeleceu assim a existência de novas reações para o metabolismo oxidativo da glicose que diferiam daquelas da via glicolítica de Emden-Meyerhof. Durante a década seguinte, Warburg, Dickens, Lipmann, Diche e outros mostraram, entre outras coisas, que a lactona acima, um ácido potencial, foi hidrolisada pela lactonase (EC 3.1.1.17) para formar ácido 6-fosfoglucônico (6-PG ) As constantes termodinâmicas para as ações combinadas de Glc 6-PDH e 6-fosfogluconato-δ-lactonase são ∆G = - 6,35 Kcal mol -1 e Keq 1,7 x IO4 a pH 7 (6). A descarboxilação de 6-PG por uma 6-fosfogluconato desidrogenase dependente de NADP + (6-PGDH) (EC 1.1.1.44) formou uma pentose 5-fosfato, que não foi identificada corretamente até 1951 (7). Esta última etapa é essencialmente irreversível, e a energia oxidativa liberada é irremediavelmente perdida porque a via não inclui o mecanismo primitivo, embora eficaz, para geração de ATP e captura por síntese em nível de substrato de acil-fosfoanidrido ou aciltioéster.

Figura 1. Reações do segmento oxidativo da via da pentose fosfato. A conversão de [2- 14 C] glicose em CO2 e [1- 14 C] ribulose 5-fosfato é mostrada. Os detalhes das etapas de reação são discutidos no texto. Reimpresso do International Journal of Biochemistry, 19. Williams John. F., Arora Krishan K. e Longnecker John P. The pentose pathway: A random harvest, 69 Pages, 1987, com permissão de Elsevier, http://www.sciencedirect.com/science/journal/13572725

A soma da reação para o segmento oxidativo do PPP é mostrada pela reação (1). Usando um planejamento criterioso e uma química notável, Warburg et al. (8) também isolou e caracterizou (de 100 L de eritrócitos de cavalo) a nova coenzima NADP + do nucleotídeo de piridina para as reações acima. Ele reconheceu e estabeleceu quimicamente que a nova coenzima era funcionalmente diferente do NAD + da via de fermentação glicolítica que produzia etanol ou lactato. No entanto, essa descoberta brilhante também levou ao primeiro de muitos episódios contenciosos que marcaram o desenrolar do PPP. Com força profética e confiança, Warburg et al. (8) definiu o papel biológico do NADPH como a fonte de equivalentes redutores para a respiração e, portanto, apresentou uma visão errônea que persistiu pelos 16 anos seguintes. Esse erro de julgamento também foi apoiado por Engelhardt e Barkash (9) que propuseram o título “Shunt de hexosemonofosfato” para a oxidação de Glc 6-P pelas reações da Fig. 1. A moeda do erro só cessou quando Lehninger (10) mostrou que o NADH da mitocôndria é a fonte redox de equivalentes redutores para a via de respiração elétron-oxigênio e produção de ATP.

Ocorreu apenas o reconhecimento gradual (Referência 11, pp. 679683) de que a função principal das enzimas desidrogenase da Fig. 1 era o fornecimento e manutenção de uma razão NADPH / NADP + muito alta (aproximadamente 80/1, em comparação com 8,6 x 10 - 4 para a razão NADH / NAD + citoplasmática) como a fonte de poder redutor citoplasmático (elétrons) para reações biossintéticas e outras que requerem equivalentes redutores em organismos aeróbios. (Um equivalente redutor é igual a um elétron ou um átomo de hidrogênio.) Embora o PPP seja a fonte mais comum de poder redutor biossintético no citoplasma, uma exceção excepcional a esta generalidade foi encontrada no tecido adiposo por Flatt e Ball (12), que mostraram que 50% da grande demanda de NADPH foi suprida pela ação de L-Malato: NADP + oxidoredutase [descarboxilação de oxaloacetato (EC 1.1.1.40.)], e a metade restante foi fornecida pelo PPP.

Glc 6-P DH existe em múltiplas formas moleculares e está sujeito a amplas variações genéticas, endócrinas e nutricionais. Sua deficiência é a enzimopatia mais comum em humanos. É também a enzima regulada com mais sensibilidade em toda a gama de reações que compreende os segmentos oxidativos e não oxidativos do PPP (Figs. 1 e 2). Mais de uma dúzia de vias de biossíntese usam NADPH como substrato (por exemplo, síntese de ácidos graxos, esteróides, alguns produtos fotossintéticos, isoprenóides, esfingosinas, fenilalanina e tirosina, frutose seminal, 3-hidroxiquinurenina e NAD +). Um alto nível de NADPH não ligado é obrigatório para as reduções de glutationa oxidada, diidrofolato, D-glucuronato, ribonucleotídeos, citocromo P450, nitrato e nitrito, produção de glicose de piruvato via malato e hidroxilação de alguns ácidos graxos. O equilíbrio oxidante / antioxidante celular também depende da produção de NADPH derivada principalmente da atividade de PPP. A regulação das seguintes enzimas do sistema reativo de oxigênio (ROS): glutationa redutase, glutationa peroxidase, catalase, superóxido dismutase, NADPH oxidase e óxido nítrico sintetase depende do alto valor do par NADPH / NADP + redox. Assim, Glc 6-PDH tem um papel central no gerenciamento do estresse oxidativo e suas consequências na fisiologia normal e eventos fisiopatológicos, como carcinogênese e envelhecimento. Consulte a Referência 13 para uma revisão da glicose 6-fosfato desidrogenase e a Referência 14 para uma breve revisão de todas as outras enzimas mostradas nas Figs. 1 e 2.

Figura 2. Reações do segmento não oxidativo da via da pentose fosfato. A sequência de reação para o PPP tipo F (Classic) é baseada nos dados das referências (40 e 41). Convencionalmente, o fluxo de reagentes é de [1-14 C] ribulose 5-P (o produto da Fig. 1) para hexose marcada e fosfatos triose. As distribuições de 14 C em intermediários marcados também são mostradas. Os detalhes da reação são discutidos no texto. Reimpresso do International Journal of Biochemistry, 19. Williams John. F., Arora Krishan K. e Longnecker John P. The pentose pathway: A random harvest, 69 Pages, 1987, com permissão de Elsevier, http: //www.sciencedirect.com/science/journal/13572725

As reações do segmento não oxidativo

Um levantamento sinóptico do desdobramento do segmento não oxidativo é apresentado na última revisão abrangente do PPP (1). O tratamento cobre a química das reações, enzimas, métodos, distribuições de tecidos e a teoria matemática para a quantificação do metabolismo por uma conexão teórica das vias das Figs. 1 e 2 em um ciclo de pentose fosfato (PC).

As investigações iniciais que levam ao conhecimento químico da via da Fig. 2 foram indiretas e não planejadas para esse fim, como a narração a seguir mostrará. A proposição de Warburg ligando NADPH e respiração [reações (2) - (4)] foi compartilhada por Erwin Haas, que era membro do laboratório Berlin-Dahlem de Warburg. Haas deixou a Alemanha em 1938 e foi para o laboratório do professor T. R. Hogness (Universidade de Chicago), onde conheceu Bernard Horecker, que acabara de concluir o doutorado. treinamento em enzimologia. Haas era um cientista meticuloso que possuía muitos dos dados e métodos de Warburg (dos quais ele era quase um mestre) e um plano de pesquisa para testar o papel proposto do NADPH na respiração. Haas e Horecker se propuseram a isolar uma suposta NADPH citocromo-c redutase [reação (6)] para demonstrar a existência e a natureza de uma enzima que foi considerada o elo perdido em uma via respiratória entre o nucleotídeo de piridina reduzido e o oxigênio via o sistema do citocromo [reações (7) e (8)].

NADPH-Citocromo C redutase (EC 1.6.2.4)

Citocromo oxidase (EC 1.9.3.1)

A busca por uma atividade enzimática foi bem-sucedida, e uma flavoproteína razoavelmente pura, NADPH-citocromo c redutase (EC 1.6.2.4), foi isolada da levedura (15). Era então 1940 e a pesquisa básica foi interrompida e não foi retomada até o final da Segunda Guerra Mundial. Durante esse intervalo, Horecker trabalhou em programas relacionados à guerra, foi indicado para o quadro de funcionários do National Institutes of Health e, em 1945, voltou à pesquisa básica em enzimologia. Ele passou a isolar o NADPH-citocromo c redutase de extratos secos com acetona de fígado de porco (16), em uma época quase coincidente com o relato de Lehninger (10) de que o NADH era o substrato da respiração. Conforme listado acima, o verdadeiro aceitador do NADPH-citocromo c é o citocromo P450. Essa decepção natural chamou a atenção para um problema muito maior, a saber, uma investigação sobre a química, enzimologia e destino metabólico do produto de fosfato de pentose da Fig. 1. O bioquímico britânico Frank Dickens (Courtauld Institute, London UK) estava fazendo investigações pioneiras sobre o assunto desde 1936. No entanto, uma solução para o problema seria feita nos Estados Unidos, onde a bioquímica metabólica e a enzimologia floresceram no vigor do pós-guerra dos anos 1950. É útil notar o intenso interesse na época na natureza e no significado da nova via de oxidação do Glc 6-P. Descobertas importantes seriam feitas nos laboratórios de Bernard Horecker, Ephraim Racker, Seymour Cohen, Bernard Axelrod e Gilbert Ashwell. Além disso, um estímulo muito estimulante foi a excelente investigação então feita por Melvin Calvin e colegas da UC Berkeley. Seu trabalho levaria a um Prêmio Nobel e à nossa avaliação química atual do caminho da fixação redutiva de carbono pela fotossíntese (PS). O grande progresso de Calvin, durante 1950-1955, foi fortemente dependente do sucesso dos bioquímicos acima para resolver os problemas químicos e enzimáticos apresentados pelas reações da Fig. 2. Um número notável de intermediários e enzimas da Fig. 2 foram identificados como reagentes no caminho do carbono em PS (17). Além disso, Horecker fez tentativas precoces e bem-sucedidas de competir com Calvin na busca de mapear a enzimologia do ciclo de redução de carbono.

Em 1950, todos os investigadores possuíam fortes indícios que serviriam como indicadores para uma elucidação final de um esquema de reação PPP. Esses sinais foram 1) evidência clara de que um caminho alternativo de oxidação de Glc 6-P existia em leveduras, algumas bactérias, glóbulos vermelhos, fígado e outros tecidos animais. 2) Dickens (18) confirmou que 6-PG foi descarboxilado oxidativamente no carbono um para produzir ribose 5-fosfato (Rib 5-P) e outros produtos de fosfato de açúcar (todos não resolvidos), incluindo uma tetrose-P putativa. Ele também demonstrou que Rib 5-P foi oxidado em cinco vezes as taxas de arabinose 5-fosfato (Ara 5-P) e xilose 5-P, ambos os quais são produtos teóricos da descarboxilação de 6-PG. 3) Por fim, Dische (19) relatou que a inosina e o fosfato inorgânico (Peu) foram convertidos por lisados ​​de glóbulos vermelhos em fosfatos triose e hexose. Esta última descoberta importante de possíveis produtos finais da dissimilação de Rib 5-P foi confirmada por Waldvogel e Schlenk (20) que mostraram a formação de Glc 6-P a partir de Rib 5-P usando extratos de fígado de rato.

Descoberta de reações pós-1950 para o segmento não oxidativo do PPP

Com o pano de fundo acima, entre 1950 e 1955, uma série de tirar o fôlego se seguiu de descobertas de reatividades de enzimas e substratos que estavam destinadas a serem incorporadas em um esquema de reação (mecanismo) para o PPP não oxidativo clássico (Fig. 2). O diagrama da Fig. 2 também recebeu o prefixo do tipo F (para células de gordura) PPP Williams et al. (1), porque sua sequência de reação ordenada foi posteriormente mostrado para medir exclusivamente uma grande contribuição (50%) para o metabolismo quando Glc foi convertido em ácidos graxos e triglicerídeos por adipócitos estimulados por insulina (12, 21, 22). Uma montagem das etapas de reação para o esquema da Fig.2 pode ser teorizado usando a conjunção de resultados da seguinte lista temporal de eventos. Em 1951, o grupo de Cohen (23) mostrou que Rib 5-P e Ara 5-P foram formados a partir da oxidação de 6-PG. A formação de Rib 5-P foi confirmada por Horecker et al. (7) que também provou inequivocamente que Ru 5-P foi a primeira pentose-P formada quando 6-PG foi descarboxilado. Uma nova enzima, Ribose 5-fosfato isomerase (R 5-P I) (EC 5.3.1.6), que catalisou a interconversão dos dois fosfatos de pentose acima foi também proposta (7) (Fig. 2). Uma preparação muito ativa de R 5-P I de Alfalfa (24) foi usada para demonstrar sua reação e equilíbrio. Horecker e Smyrniotis (25) usaram uma preparação de enzima hepática com Rib

5-P para observar a formação de uma concentração inicialmente alta de 7-fosfato de sedoheptulose (Seh 7-P). Este éster de cetulose de sete carbonos foi encontrado originalmente e foi caracterizado por Andy Benson et al. (26) no laboratório de Calvin, e foi mostrado ser um dos primeiros produtos da fixação de carbono PS. Seh 7-P foi formado pela ação da Transketolase TK (EC 2.2.1.1) (Fig. 2). TK foi descoberto por Racker e seus colaboradores (28-29) que demonstraram que catalisou a transferência de um fragmento de dois carbonos (um grupo glicolaldeído ativo) de doadores de cetulose-açúcar adequadamente estruturados para uma ampla seleção de aceitadores de aldo-açúcar (Referência 1, p. 754). Duas de suas ações de transferência de doadores, usando diferentes aldo-aceitadores, são mostradas como painéis retangulares azuis na Fig. 2. TK requer Mg 2+ e pirofosfato de tiamina (TPP) como uma coenzima, e um grupo de dois carbonos é transferido para seu aceitador via um intermediário hidroxietil-TPP. Uma lista de 15 de seus substratos aceitadores de glicolaldeído está tabelada (Referência 1, p. 754). O grupo de Horecker (30) descobriu uma segunda enzima de transferência de amplo grupo de especificidade, a saber Transaldolase (TA) (EC 2.2.1.2), que catalisou a transferência reversível de uma porção ligada à enzima de dihidroxiacetona de três carbonos (mostrada como painéis vermelhos na Fig. 2) de Seh 7-P a gliceraldeído 3-fosfato (Gra 3-P). Essa reação formou Fru 6-P e um presumível fosfato de tetrose que deveu sua identidade atribuída mais à aritmética do que à bioquímica, porque não foi isolado nem identificado. A disponibilidade de eritrose 4-fosfato sintético (Ery 4-P) permitiu a Kornberg e Racker (31) demonstrar a reversão da reação de TA [reação (9)], portanto, uma razão autêntica para sua inclusão como um intermediário no esquema de reação da Fig. 2. Ery 4-P provavelmente só existe em concentração excessivamente baixa em qualquer tecido e, até o momento, não existe evidência de que tenha sido medido corretamente em, nem isolado de, qualquer preparação que realiza o metabolismo de PPP ou PS in vivo ou in vitro (32 , 33).

Um terceiro éster de cetopentulose, xlulose 5-fosfato (Xlu 5-P) Fig. 2, foi isolado como um produto do metabolismo de Rib 5-P por Ashwell e Hickman (34). Também foi demonstrado por Srere et al. (35) que Xlu 5-P, em vez do anteriormente atribuído Ru 5-P, era um substrato definitivo de TK. Ribulose 5-fosfato-3'-epimerase (Fig. 2) catalisou a formação de Xlu 5-P e transmitiu a transconfiguração às hidroxilas nos carbonos 3 e 4, que é uma condição estereoquímica necessária para a reatividade do substrato com TK. A 3'-epimerase foi purificada de uma fonte bacteriana por Stumpf e Horecker (36) e do músculo por Dickens e Williamson (37). Em resumo, a pesquisa acima pareceu descobrir uma série de substratos e enzimas que satisfaziam um requisito mínimo para inclusão em uma nova via que conectava o produto da descarboxilação de 6-PG com a formação de hexose e triose fosfatos. Um presciente Racker (38) foi o primeiro a apresentar a Fig. 2 como uma via metabólica cíclica teórica com estequiometria para um conjunto dos reagentes e enzimas acima.

Pesquisa por uma ordem de reações no PPP não oxidativo

É possível traçar vários esquemas teóricos que obrigam a conjunção aritmética de açúcares de cinco carbonos com um resultado resumido de produtos de açúcar que contêm átomos de seis e três carbonos, respectivamente (39). Essa variedade é grandemente aumentada se as reações catalisadas pela aldolase (Ald) (E C 4.1.2.13) forem incluídas. A aldolase ocupa o mesmo compartimento celular que todas as outras enzimas do PPP, é uma enzima de transferência do grupo dihidroxiacetona 3-fosfato (DHAP), com uma capacidade catalítica que geralmente é muito maior do que TK ou TA (uma exceção notável é o tecido adiposo onde a atividade de Ald é baixo (21, 22) e apenas se aproxima da atividade de TK e TA). Ald também tem uma ampla gama de substratos de aceitadores de fosfato de açúcar aldo (Referência 1, p.754), a maioria dos quais são os mesmos substratos que aqueles envolvidos nas reações de TK e TA. Nunca ficou claro por que os pesquisadores pioneiros do PPP não oxidativo atribuíram à aldolase um papel de silêncio catalítico.

Os resultados dos únicos experimentos básicos que exploraram a identidade de uma sequência de reação (mecanismo) para o PPP foram publicados pelo grupo Horecker (40, 41). O tratamento detalhado da conduta e das conclusões desses experimentos importantes, mas raramente discutidos, é dado nas referências 1 e 42. Uma técnica de marcação de predição que usou [1- 14 C] - e [2,3- 14 C] -Rib 5- P como substratos foi adotado. Esses substratos foram reagidos com extratos enzimáticos fracionados de preparações de pó de acetona de fígado de rato, folha de ervilha e tecidos de raiz de ervilha e formaram, entre outros intermediários, Glc-6-P marcado com C 14 (Fig. 3) e gliceraldeído 3-P ( Gra 3-P) (41). Foi antecipado que tanto a posição como a quantidade de marcador 14C transmitida ao Glc 6-P formado pelos substratos acima revelariam a natureza e a ordem das reações envolvidas na sua formação.

Como os extratos enzimáticos foram feitos de pós secos com acetona, eles estavam livres de todos os nucleotídeos (40, 42). Esta estratégia confinou a dissimilação de Rib 5-P marcado a um ponto final hexose 6-P. Glc 6-P não pôde reciclar e o padrão de predição rotulado não foi embaralhado. O Mg 2+ também foi omitido da mistura de reação para inibir a atividade da Frutose bifosfatase (EC 3.1.3.11) e a produção de um Fru 6-P contaminante a partir de Fru 1,6-P2 formada pela aldolase e pelos produtos da triose-P das reações de TK. É curioso que Fru 1,6-P2, que é um produto Ald, foi formado (Fig. 3) pelas misturas de reação de tecido de fígado e ervilha, mas foi omitido da construção final do esquema da Fig. 2.

Os experimentos com preparação de enzimas hepáticas tiveram duração de 17 horas (Fig. 3). Ribose 5-P foi usado rapidamente durante as 3 horas iniciais, e Seh 7-P também se acumulou durante este período inicial. Somente com o lento declínio em Seh 7-P a partir de 6 horas houve aumento da produção linear de Glc 6-P, que foi colhido após 17 horas e degradou átomo de carbono por átomo de carbono (42) para produzir o padrão de distribuição de C 14 do todo molécula. Os dados de degradação usando [1-C 14] -Rib 5-P como substrato mostraram que o produto Glc 6-P foi marcado com o isótopo C 14 nos carbonos 1 e 3 com uma razão de isótopo C-1 / C-3 de 3 ( 74% do isótopo C 14 em C-1 e 24% em C-3) (40). Com um senso de cautela, Horecker (40) propôs provisoriamente um conjunto ordenado de equações para as reações das etapas TK e TA (Fig. 2), onde o C-1 das duas espécies combinadas de Fru 6-P terminou com duas vezes o nível do rótulo do que em C-3. Uma concordância justa foi reivindicada (40) entre os valores experimentais (proporção 3) e a previsão teórica da Fig. 2 (proporção 2). É claro que nenhum acordo foi alcançado, justo ou não: o valor 3 nunca pode ser 2.

Figura 3. Conversão de ribose 5-fosfato em produtos de fosfato de açúcar por preparação de enzima de fígado de rato (RLEP) (40). Detalhes da incubação, conteúdo de proteína e métodos usados ​​são descritos em (42). Para medição do max. capacidade catalítica de RLEP ver (43). Reimpresso do International Journal of Biochemistry, 19. Williams John. F., Arora Krishan K. e Longnecker John P. The pentose pathway: A random harvest, 69 Pages, 1987, com permissão de Elsevier, http://www.sciencedirect.com/science/journal/13572725

A diferença acima é séria, e as distribuições de isótopos experimentais não podem ser reconciliadas com o esquema de reação da Fig. 2, nem pode a diferença ser desculpada alegando imprecisões nos procedimentos de análise e degradação, devido ao erro percentual na determinação de C-1 é apenas 2% C-2, 2,7% e C-3, 1%, com um erro percentual cumulativo máximo de 12% para a estimativa de todos os carbonos da molécula (42). O experimento companheiro (41) usou [2,3-14 C] -Rib 5-P como substrato de predição e incubações de 4 horas com extratos de enzimas de acetona em pó de fígado, raiz de ervilha e tecidos de folhas de ervilha. Os resultados (1, 41) desviaram-se tão radicalmente do caminho previsto pela Fig. 2 que não podem ser considerados como oferecendo qualquer suporte para a sequência de reação PPP proposta. Ressalta-se que nas publicações desses dois estudos, uma série ordenada de equações químicas para o PP não oxidativo foi proposta apenas provisoriamente e um mapa metabólico não foi desenhado. No entanto, em 1955, duas revisões importantes e substanciais do metabolismo dos carboidratos foram publicadas por Horecker e Mehler (44, 45), e cada uma apresentou a Fig. 2 como o mapa metabólico para o PPP (ainda com a advertência provisória). Essa ilustração ainda é o gráfico contemporâneo do ciclo PPP ou pentose (PC). É surpreendente que tal desacordo abaixo do padrão e inaceitável entre prática e teoria tenha sido ignorado de forma tão acrítica pela comunidade geral de bioquímicos. Harland Wood (46) foi uma exceção, ele relatou uma suspeita tolerante dos dados de [1- 14 C] Rib 5-P e rejeição total de qualquer afirmação de valor preditivo pelos resultados de [2,3- 14 C] Rib 5-P . Foi sugerido (46) que uma via ainda não identificada foi operada pelas frações enzimáticas acima. Apesar da rejeição de Wood (46), sem mais revisão, seguiu-se uma aceitação plácida, bem como uma inclusão igualmente imediata do PPP do tipo F no cânone da bioquímica metabólica. Dois investigadores independentes testaram o mecanismo do PPP, o primeiro por Katz et al. (47) usaram o metabolismo de [1-14 C] -Rib em fatias de fígado, e o outro de Hiatt (48) usou o mesmo substrato marcado em fígado de camundongo in vivo. Esses pesquisadores não encontraram distribuições de 14 C no produto de glicose com o dobro de isótopos em C-1 do que em C-3, mas, em vez disso, descobriram que esses carbonos estavam igualmente rotulados. Essas falhas independentes para confirmar as previsões da Fig. 2 também foram ignoradas. Finalmente, é importante notar que a inclusão de várias enzimas e reagentes PPP no Caminho do Carbono em PS adicionou gratuitamente uma aura de confiança e prestígio ao status do PPP provisório. Assim, 1955 marcou o fim do segundo período contencioso no desdobramento do caminho.

Além da pesquisa imensamente valiosa por Patricia McLean e seus colaboradores no Courtauld Institute, Reino Unido, e investigações por Karl Brand no Max Planck Inst, Dortmund, Alemanha, a pesquisa fundamental sobre o mecanismo do PPP essencialmente cessou em 1957 e não foi retomada em outra década. Em vez disso, a era da medição quantitativa das vias do metabolismo dos carboidratos havia surgido e as medições de PPP surgiram enormemente. Esta ênfase na quantificação é melhor resumida na seguinte citação de HG Wood (46): “A determinação do papel relativo de diferentes vias nas células vivas normais é, sem dúvida, da maior importância fundamental para a nossa compreensão dos processos vitais e da vontade no futuro requer mais atenção em todos os campos do metabolismo. ” Posteriormente, Wood e Katz colaboraram (49, 50) e durante os próximos oito anos desenvolveram teoria e métodos para a medição de uma entidade denotada por Wood (46) e posteriormente estritamente definida por Wood e Katz (49) como PC. A definição de PC direcionou o seguinte conjunto de eventos ordenados: (I) a entrada de três moles de Glc 6-P no metabolismo pelo segmento oxidativo (Fig. 1) e uma formação de produto característica de CO2, Gra 3-P, NADPH, e H + [reação (13)]. (II) Todo Fru 6-P formado no segmento não oxidativo do ciclo é convertido em Glc 6-P [reação (12)]. O cumprimento das diretivas I e II determinou as sequências de reação das reações parciais das reações (10) e (11).

Glucosefosfato isomerase (EC 5.3.1.9)

Em uma revisão (51) da teoria para estimar o PC, as seguintes condições de contorno foram definidas: 1) três moles de CO2 seis moles de cada um de NADPH e H + são formados por mol de Glc 6-P oxidado pelo ciclo. 2) Toda a glicose marcada com C 14 metabolizada pelo ciclo está em equilíbrio isotópico e químico com Fru 6-P [reação (8)]. 3) As etapas de reação mostradas nas reações (6) - (9) são unidirecionais. 4) Todos os substratos marcados com C 14, intermediários e estágios de produto das reações das reações (6) - (9) são considerados em equilíbrio metabólico (químico) e isotópico e, finalmente, 5) a posição original do marcador em o substrato só pode ser randomizado pelo mecanismo do PC [reação (9)].

Medição do Ciclo Pentose: Teoria e Prática

Um tratamento detalhado deste tópico, incluindo a derivação de algumas expressões matemáticas importantes, é dado na Referência 1 (pp.753-762), e apenas um resumo do essencial será apresentado aqui. Entre 1958 e 1979, uma dúzia de artigos teóricos foram publicados que forneceram a base matemática e as fórmulas para medir o PC tipo F pela aplicação de substratos marcados especificamente com 14C. O método de medição dependia de uma solução exata do problema colocado pela reciclagem e, assim, mudanças nas distribuições de isótopos 14 C em Glc 6-P, que emergem do metabolismo dos substratos [2-14 C] -glicose ou [ 3-14 C] -glucose em PC. Calcular as diferentes distribuições de carbono rotulado em ciclos infinitos, para todas as contribuições percentuais de PC, é um problema matemático difícil que foi resolvido inteiramente por Joseph Katz. Katz não é apenas um bioquímico talentoso, mas também um matemático igualmente talentoso e teórico metabólico inovador. A aceitação de uma definição de PC impôs um acordo de que todo o Fru 6-P marcado com 14C formado pela sequência de reação da Fig. 2 é convertido em Glc 6-P e reciclado novamente através das reações de segmento oxidativo. A quintessência de todos os métodos de medição envolveu o desenvolvimento de expressões matemáticas que descrevem as redistribuições rítmicas e ordenadas dos carbonos 2 ou 3 do substrato de glicose marcado nas posições 1, 2 e 3 dos produtos hexose 6-P para qualquer contribuição percentual do PC. Essa distribuição teórica é uma propriedade exclusiva do PC. Dados experimentais para as relações C-1 / C-2 e C-3 / C-2, que têm limites e valores definidos impostos pela teoria de Katz e Wood (49, 50), são usados ​​em equações derivadas especialmente que calculam a contribuição de PC em relação ao metabolismo total da glicose. As afirmações acima não podem ser qualificadas. Eles derivam da ordem fixa das reações da Fig. 2, que é a base mecanicista para todas as fórmulas de todos os papéis de medição (Referência 1, p. 753). As quantidades de 14 C em C-1, C-2 e C-3 de Glc 6-P ou seus derivados e as razões precisas de sua marcação isotópica são o emblema de identidade da sequência de reação de PC classicamente definida. Eles também são a base de suas teorias de existência e quantificação. Foi, portanto, intrigante notar que, apesar das ambigüidades iniciais na ordem de reação da Fig. 2 usando enzimas hepáticas mais os esforços fracassados ​​de Katz (47) e Hiatt (48) para apoiá-lo, que nada menos do que dez medições independentes ao longo de quase 30 anos falharam em encontrar qualquer nível significativo de PC no fígado (Referência 1, p. 766). O fígado é uma fonte muito rica de enzimas do PPP (6, 14, 42, 52) e fornece, entre outras coisas, uma exibição imediata das reações das Figs. 1 e 2. Assim, a falha de todas as investigações de medição em encontrar um PC do tipo F no fígado foi confusa. O mistério se aprofundou quando foi notado que a formulação de sua elegante teoria de medição exigia que Katz e Wood abandonassem, na verdade deixar de mencionar, sua reserva e crítica anteriores à evidência abaixo do padrão para a sequência de reação de PPP (46) e a falha (por JK) para confirmar sua presença no fígado (47).

Pesquisa por um esquema de reação alternativo para a via das pentoses

Uma resolução do mistério foi buscada no laboratório do autor, com investigações que começaram com as proposições de que o esquema da Fig. 2 pode ser uma previsão errônea do mecanismo PPP e do acoplamento das reações das Figs. 1 e 2 em um ciclo metabólico (PC) [reação (13)] não teve suporte experimental firme. Por exemplo, o grupo McLean (Referência 14, p. 110) relatou frequentemente, durante uma década de investigações, que as enzimas das Figs. 1 e 2 não se comportaram como "grupos de proporção constante". Em vez disso, seus valores de grupo mostraram uma segregação bem definida em aglomerados de enzimas oxidativas e não oxidativas não ligadas com atividades que variaram independentemente.

O ciclo de pentose tipo L

Os três conjuntos de descobertas a seguir resumem aspectos selecionados do progresso na revelação de uma nova sequência de reação PPP no fígado que mede 20-30% do metabolismo total da glicose. A história experimental desses eventos é totalmente registrada por Williams et al. nas referências 42 e 53 e na referência 1 (pp. 766-790).

Primeiro, o experimento básico que estabeleceu o PPP do tipo F foi repetido usando [1-14 C] -Rib 5-P e a mesma preparação de enzima de fígado de rato. No entanto, a mistura de reação foi amostrada para o produto Glc 6-P rotulado em uma série de intervalos de tempo muito mais curtos e até o ponto final de 17 horas que foi descrito para o trabalho original. Os resultados (Tabela 1) mostraram uma variedade padronizada de distribuições de marcadores em Glc 6-P, que variou de 8 horas para 17 horas em direção à composição de isótopos em C-1 e C-3 que foi observada originalmente por Horecker et al. (40). No entanto, neste estudo, a razão C-1 / C-3 em 17 horas foi o valor estimado de 2. Além disso, nas sete amostras de tempo, que começaram em 1 minuto, Glc 6-P foi fortemente marcado em C-2, C-4 e C-6, enquanto C-1 e C-3 só começaram a acumular o isótopo 14 C após 3 horas de reação. Embora este tenha sido um estudo in vitro, é óbvio que as células do fígado in vivo não demoram entre 3 e 17 horas para elaborar um caminho de metabolismo e que eventos mais esclarecedores foram sendo revelados pelas distribuições de isótopos nas amostras analisadas entre 1 minuto e 30 minutos de reação. Em segundo lugar, uma análise do balanço de carbono de todos os compostos nas várias misturas de reação mostrou que os intermediários da Fig. 2 representaram apenas 80% do carbono no substrato Rib 5-P (42). Os compostos que compreendem os 20% ausentes foram identificados como fosfatos de açúcar, principalmente cetuloses (Fig. 4). Esses novos reagentes foram isolados, mostraram-se radioativos e identificados como Seh 1,7-P2, D-mano-Heptulose 7-P, D-glicero-D-altro-Octulose 1,8-P2 (D-g-D-a -Oct) D-glicero-D-ido-Octulose 1,8-P2 (D-g-D-i - Out) e uma pequena quantidade de Ara 5-P (42). Monofosfatos e bifosfatos de octulose e Seh 1,7-P2 foram medidos em fígado fresco por Paoletti et al. (54) e em cloroplastos de espinafre por Flanigan et al. (33).Por último, as estruturas e a ordem das reações desses ésteres de açúcar em um novo e muito modificado esquema de reação para o PPP no fígado são mostradas na Fig. 4. Os novos compostos intermediários foram isolados facilmente de todas as incubações de 30 minutos a 17 horas. O esquema da Fig. 4 mostra o novo PPP com padrões de marcação de 14 C de predição nos intermediários e produtos das reações. O esquema de reação da Fig. 4 foi formulado inicialmente a partir das distribuições de 14 C no Glc 6-P marcado (42) e D-g-D-i –Oct 1,8-P2 (55) formado a partir de [1-14 C] -Rib 5-P durante os primeiros intervalos da repetição do experimento fundamental (42). A nova via, chamada de PPP do tipo L- (fígado), é diferenciada das representações do PPP do tipo F clássico pelas inclusões de Seh-1,7-P2 e octulose- (Oct) -monofosfatos e bisfosfatos juntamente com Ara 5-P como novos intermediários. Aldolase, fosfotransferase (PT) e D-Arabinose-5-fosfato cetol isomerase (EC 5.3.1.13) são novas enzimas. Os efeitos da catálise de transferência de massa por TA estavam ausentes, mas as reações de troca de TA (TAx) (56), que contribuíram com o padrão de marcação [4,6-14 C] para Glc 6-P durante as primeiras 8 horas, estavam ativas ( 1, 42, 56). A reação de TK formando hexose 6-P no PPP do tipo L (Fig. 4) usou D-g-D-i -Oct 8-P como substrato. TK e Ald também foram catalisadores de troca muito ativos (57-59).

Tabela 1. Distribuição percentual de 14 C em glicose 6-fosfato formada durante o curso de tempo das reações de [1- 14 C] -ribose 5-fosfato com preparação de enzima de fígado de rato (42)


Balanço de energia da via da pentose fosfato

Como a via da pentose fosfato e a via glicolítica estão diretamente conectadas e definidas por uma interação coordenada ou troca de várias moléculas entre elas, a saída da via da pentose fosfato é determinada pelas necessidades da célula. Quatro diferentes situações metabólicas são descritas a seguir:

Se a célula, por exemplo, requer muitos nucleotídeos para a síntese de DNA, ele deve gerar uma grande quantidade de ribose-5-fosfato. Para isso, a célula pode reverter as reações descritas acima e, utilizando ATP, pode gerar 3 moléculas de ribose-5-fosfato a partir de 2 moléculas de frutose-6-fosfato e 1 molécula de gliceraldeído-3-fosfato.

Se a célula requer ribose-5-fosfato e NADPH, a fase oxidativa da via da pentose fosfato é desencadeada, formando 2 moléculas de NADPH e 1 molécula de ribose-5-fosfato a partir de 1 molécula de glicose-6-fosfato.

Se a célula precisa de uma grande quantidade de NADPH para biossíntese redutiva , ele usará os produtos de reação da segunda fase da via da pentose fosfato, gliceraldeído-3-fosfato e frutose-6-fosfato, convertendo-os de volta em glicose-6-fosfato e os alimentando na via da pentose fosfato. Dessa forma, 1 molécula de glicose-6-fosfato pode converter 12 NADP + em NADPH.

Se a célula precisa de NADPH e ATP, os produtos da via da pentose fosfato, a saber, frutose-6-fosfato e gliceraldeído-3-fosfato, entrarão na via glicolítica (em vez de reverter para glicose-6-fosfato). Thud, 3 moléculas de glicose-6-fosfato podem ser convertidas em 5 moléculas de piruvato, 6 NADPH e 8 ATP.


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