Em formação

Existem mamíferos nos quais a polispermia produz zigotos viáveis?


Existem mamíferos nos quais a polispermia produz zigotos viáveis? Na página da Wikipedia é mencionado que existe um equilíbrio delicado entre as defesas femininas contra muitos espermatozoides, o que ocasionalmente resulta em baixas taxas de fertilidade (o que em todos os casos pode ser uma desvantagem evolutiva, mas eu rejeito)

Minha pergunta é se há casos em que um óvulo pode ser fertilizado por vários espermatozóides e o zigoto consegue selecionar de maneira justa entre um subconjunto de todos os cromossomos, evitando a poliploidia e produzindo um embrião viável.


A resposta curta parece ser "não".

A resposta mais longa parece depender do que você entende por "viável". Existem humanos triploides que aparentemente surgem da dispersão, mas a maioria desses fetos morre logo após o nascimento. Aqueles que não morrem logo após o nascimento têm uma variedade de problemas de saúde, como deficiência intelectual; "Os poucos bebês [triplóides] que sobrevivem até o termo têm vários defeitos congênitos graves." Eles são quase certamente estéreis, embora essa fonte não diga nada sobre isso.

A existência de elaborados mecanismos fisiológicos para bloquear a polispermia em organismos sexuais em geral, e outros meios mecânicos para limitar o número de espermatozóides em mamíferos, argumentam que a polispermia é algo em que despendemos muito esforço porque é ruim. Aqui está uma revisão recente da polispermia em mamíferos; ele tem muito mais informações sobre os mecanismos e estatísticas sobre os resultados da dispersão.


As plantas desenvolveram uma bateria de mecanismos que potencialmente atuam como barreiras de polispermia. A fusão supranumerária de espermatozoides a uma célula-ovo, conseqüentemente, permaneceu por muito tempo um conceito hipotético. A recente descoberta de que a polispermia em plantas com flores não é letal, mas gera plantas triplóides viáveis, é uma virada de jogo que afeta o campo da biologia do desenvolvimento, evolução e melhoramento de plantas. O estabelecimento de protocolos para induzir artificialmente a polispermia, juntamente com o desenvolvimento de um ensaio de alto rendimento para identificar e rastrear eventos polispérmicos in planta agora fornecem ferramentas poderosas para desvendar mecanismos de regulação da polispermia. Essas conquistas provavelmente abrirão novos caminhos para a pesquisa da polispermia animal também, onde as abordagens genéticas futuras são dificultadas pelo resultado fatal da fusão de espermatozoides supranumerários.

Desde a época da radiação adaptativa da vida na terra seca, as plantas superiores desenvolveram várias características que as permitem se espalhar por todo o globo. Entre as conquistas importantes está um sistema de transporte de esperma celular denominado pólen. Na maioria das plantas que se reproduzem sexualmente, é esse pólen que, crescendo em uma estrutura tubular, fornece um par de células espermáticas que fertilizam os dois gametas femininos, o óvulo e a célula central. Enquanto o óvulo fertilizado se desenvolve no embrião, a célula central fertilizada dá origem ao endosperma, que serve para nutrir o embrião em desenvolvimento (Russel, 1992 Johnson et al., 2019). Ao contrário das algas marinhas e plantas baixas, onde o óvulo é desafiado com várias células de espermatozoides móveis, freqüentemente uma ração de 1: 1 espermatozoide para óvulo é mantida em tal modo de reprodução de fertilização dupla. Um parâmetro provável para essa proporção baixa de espermatozoides / óvulos é o chamado bloqueio do tubo polínico. O poder desse mecanismo está em acoplar a fertilização dupla à desintegração do maquinário de atração do tubo polínico: na maioria das plantas, as células sinérgicas dentro do óvulo secretam pistas químicas para atrair os tubos polínicos e auxiliar na liberação de um par de espermatozoides que fertilizam os dois gametas femininos (Higashiyama, 2002 Higashiyama et al., 2001 Márton et al., 2005 Dresselhaus, 2005 Okuda et al., 2009). A liberação de células espermáticas e a fusão de gametas desencadeiam a desintegração sequencial de ambas as sinérgidas, de modo que normalmente apenas um único tubo polínico é atraído por um óvulo (Maruyama et al., 2015 Völz et al., 2013). Em eventos de fertilização incompleta, quando apenas um dos dois gametas femininos é fertilizado, a degeneração da segunda sinérgica não ocorre, em vez de um segundo tubo polínico ser atraído para completar o processo de fertilização (Beale et al., 2012 Kasahara et al., 2012 Sprunck et al., 2012). Para padronizar a nomenclatura com pesquisa no campo animal, os termos "polispermia" e "monospermia" por si só se referem à célula-ovo, a menos que especificado de outra forma (por exemplo, polispermia de célula central).

Até recentemente, não estava claro se a polispermia ocorre em plantas com flores e os organismos mais próximos para os quais a evidência funcional estava disponível eram algas fucóides (Brawley, 1987). Nessas espécies, a polispermia é letal, com o desenvolvimento do zigoto cessando no estágio de quatro células (Brawley, 1987). Para contornar as consequências fatais da fusão supranumerária de gametas, vários organismos desenvolveram barreiras de polispermia. Esses mecanismos de prevenção são multifásicos e podem ser agrupados em categorias distintas: bloqueio rápido, intermediário e lento (Spielman & Scott, 2008). O bloqueio rápido da polispermia é freqüentemente manifestado através de uma mudança no potencial da membrana da célula do ovo segundos após a fusão do gameta e é relatado como um fenômeno dependente do sódio no caso das algas fucóides (Brawley, 1987 Brawley, 1991). Em animais, essa resposta elétrica está comumente ligada a um bloqueio permanente de óvulos por meio da liberação de Ca 2+ dos estoques internos e da secreção de grânulos corticais, que induzem uma renovação química da matriz do óvulo. E há evidências de que mecanismos semelhantes operam nas fábricas (veja abaixo).

A remoção de componentes do revestimento da superfície do ovo essenciais para o reconhecimento e fusão de gametas foi relatada em várias espécies como um meio intermediário de bloqueio de polispermia (Bianchi & Wright, 2014 Brawley, 1990b Tekleyohans et al., 2017 Vacquier et al., 1973). As proteínas FUS1 e HAP2 são dois componentes específicos de gametas essenciais para a fusão de gametas em Chlamydomonas (Ferris et al., 1996 Liu et al., 2008 Misamore et al., 2003). É importante ressaltar que essas proteínas são eliminadas da membrana plasmática após a fusão dos gametas, e esse processo se correlaciona com a redução da capacidade fusogênica da célula gamética de forma a prevenir a poligamia (Liu et al., 2010). Também em plantas com flores, HAP2 / GCS1 foi relatado como um componente essencial do esperma, necessário para a fusão de gametas (Mori et al., 2006 Valansi et al., 2017 von Besser et al., 2006). O fator correspondente localizado na membrana plasmática da célula-ovo que é essencial para a fusão do gameta ainda não é conhecido, mas especulamos que mecanismos semelhantes podem operar também em plantas com flores. Curiosamente, a apresentação de HAP2 / GCS1 na superfície do espermatozóide está sob controle regulatório da célula do ovo, que secretamente secreta a proteína EC1, desencadeando assim a translocação de HAP2 / GCS1 do sistema de endomembrana para o revestimento de esperma (Sprunck et al., 2012) . Ainda não se sabe se esta ativação do esperma pelo óvulo contribui para a monospermia.

Além da resposta rápida e intermediária à fusão dos gametas, o ovo é submetido a outras modificações após a fertilização. Com base em estudos in vitro conduzidos em arroz, a fusão de células espermáticas supranumerárias é significativamente evitada 10 minutos após o primeiro espermatozóide ser fundido com uma célula-ovo (Toda et al, 2016). Tal bloqueio à polispermia pode potencialmente estar associado ao estabelecimento de uma parede celular protetora após a fusão do gameta, que de acordo com o estudo de fusão do gameta de milho in vitro, pode levar até 20 minutos para proteger toda a superfície do ovo com material da parede celular (Kranz et al., 1995). A secreção de material da parede celular após a exposição de ionóforos de cálcio foi relatada em algas fucóides e células de ovo de milho, sugerindo que o cálcio medeia a liberação de vesículas na matriz do ovo, estabelecendo assim um bloqueio permanente à polispermia (Antoine et al., 2000 Brawley, 1990a, 1991 Brawley & Bell, 1987 Kranz et al., 1995 Liu, 2011 Tsaadon et al., 2006). Curiosamente, os dois gametas femininos diferem em relação à dinâmica do cálcio induzida pela fertilização, com apenas a célula-ovo exibindo um pico transitório de cálcio (Denninger et al., 2014 Hamamura et al., 2014). Embora especulativo neste ponto, é concebível que o pico transitório de cálcio dentro do óvulo esteja conectado à indução de um bloco de polispermia. De acordo com isso, trabalha em Arabidopsis thaliana e Zea mays demonstraram que a célula central não tem ou tem um bloqueio menos estrito à polispermia em comparação com o óvulo (Grossniklaus, 2017 Scott et al., 2008).


Mecanismo de fertilização em mamíferos I Espermatozóides e óvulos

A fertilização é um processo de fusão de dois tipos de células sexuais (masculino e feminino) ou gametas é conhecido como fertilização. Em outras palavras, a fusão de espermatozoides com óvulo é conhecida como fertilização.

Fusão de células sexuais em animais multicelulares:

No multicelular animais, como resultado disso fusão do sexo células, diz-se que o óvulo fertilizado tornou-se ativo para começar embrionário desenvolvimento. Além disso, como resultado de fusão do dois haplóide núcleos do esperma e óvulo necessário para formar diplóide zigoto, a diplóide zigoto recebe hereditário personagens de ambos os pais & # 8217s para a próxima geração. Podemos estudar o processo de fertilização dividindo-se nas três fases seguintes

  1. Abordagem e penetração de espermatozóide para óvulo ou ovo.
  2. Ativação de ovo
  3. Destino de espermatozóide dentro a ovo.

Abordagem e penetração do espermatozóide no óvulo:

o abordagem e penetração do espermatozóide em óvulo é o primeiro passo no fertilização processar a reunião do espermatozóide com o ovo ou óvulo.

Em ambos externo e interno tipos de fertilização esta união é alcançada pela capacidade do espermatozóide nadar ativamente.

Em outras palavras, isso é possível principalmente devido ao motilidade do esperma. Nesse processo milhões do espermatozóide nadar ativamente em um meio líquido sem nenhuma direção específica e, por fim, entrar em contato com o óvulo inativo. Em geral, acredita-se que, para tornar esse processo repentino e acidental relativamente mais bem-sucedido, o óvulo Tamanho é muito ampla e o número de espermatozóide é enorme, então isso torna a possibilidade no fertilização.

Penetração do Espermatozóide em Óvulo

o segundo Passo no fertilização é realizado por um mecanismo químico extremamente complexo. Na presença de um adulto ovos, a espermatozóide tornar-se 'pegajoso' e eles começam a aderir à superfície do ovo em si ou aglutinar juntos para formar aglomerados.

Aglutinação em espermatozóides:

Aglutinação em um espermatozóide é provocado por uma substância chamada fertilizina, que é secretado pelo próprio óvulo maduro ou pelo folículo células (cercando-o).

Fertilizin:

Fertilizin é um glicoproteína de quem proteína parte é composta de muitos amino ácidos e a carboidrato parte é composta por um ou mais monossacarídeo açúcares. o amino ácidos e açúcares de particular Fertilizin variam em espécies específicas.

Antifertilizina:

Outro produto químico ocorre na superfície citoplasmática de um espermatozóide chamado antifertilizina. Em uma espécie animal particular, o produto químico fertilizina do óvulo geralmente é capaz de se ligar apenas a antifertilizina próprio espermatozóide.

Mecanismo de penetração do esperma no óvulo:

o mecanismo do penetração do esperma no óvulo é um processo químico, o espermatozóide anexar à superfície do óvulo. o espermatozóide produz semelhante a uma enzima substâncias geralmente conhecidas como esperma lisinas. Esperma lisinas são secretados pelo acrossoma do espermatozóide.

Penetração em mamíferos:

No mamíferos, penetração do espermatozóide no ovo é relativamente complexo processo. além da zona pelúcida, a óvulo também está rodeado pelo celular coroa radiata. Para remover esta camada celular, o mamífero espermatozóide secreta um enzima chamado hialuronidase. Que, o que dissolve o mucopolissacarídeo chamado hialurônico ácido. Como resultado do enzimático ação o coroa camada radiata se desintegra do óvulo.

Reação do Acrossomo na Fertilização:

o acrossoma a reação começa devido às secreções produzidas pelo óvulo, a estrutura do esperma também começa a mudar. Em que a modificação primária ocorre no acrossomo. O anterior acrossomal membrana quebra e o acrossomal grânulo sai na água e começa a se dissolver. Ao mesmo tempo o posterior acrossomal membrana alonga-se em um tubo relativamente rígido e aparece como um processo que se projeta da ponta anterior do espermatozóide cabeças. Esse tubo é conhecido como o acrossomal filamento.

Capacitação na fertilização:

Capacitação é a habilidade do mamífero esperma para fertilizar um óvulo é conhecido como capacitação. No capacitação processo no qual o acrossomal membrana do espermatozóide quebra e o acrossoma secreta esperma contendo lisina substâncias com a ajuda das quais o espermatozóide dissolve as células coroa radiata e zona pelúcida e então entra em contato com o ovo em uma direção lateral.

No ponto de contato, o plasmalema de ambos esperma e óvulo dissolver e o espermatozóide entra no óvulo. Assim que o esperma entra em contato com a superfície do óvulo, a citoplasma do óvulo projetos como um processo transparente denominado como o fertilização cone.

Cone de fertilização:

o fertilização cone envolve o esperma e começa a retrair novamente no ovo citoplasma com o resultado o esperma entra no óvulo.

Monospermia e polispermia:

Monospermia e polispermia encontrado na maioria dos animais filos e. g. sapo, mamíferos, etc. Monospermia& # 8211 quando apenas um espermatozóide entra no óvulo. Este estado do processo de fertilização é conhecido como monospermia.

Polyspermy& # 8211 em circunstâncias anormais quando mais de um espermatozóide consegue entrar no ovo. Este estado é conhecido como polispermia.

Polispermia patológica:

o zigotos produzido por polispérmico fertilização, embrionário desenvolvimento é de curta duração e anormal e o embrião em si, se não for viável. Esse tipo de fertilização é conhecido como patológico polispermia.

Para garantir monospérmico fertilização, o método exato adotado pelo óvulos (ou esperma) de animais não é claramente conhecido.

No patológico polispermia, apenas um espermatozóide participa da formação de um zigoto e embrionário desenvolvimento, o resto do espermatozóide são absorvidos e destruídos no citoplasma do óvulo.

Ativação do Ovum (Reação do Ovo):

Mesmo antes do esperma entra totalmente em óvulo, a óvulo começa a mostrar sinais de mudanças significativamente importantes, ou seja, ativação de óvulo é iniciado. Em outras palavras, o óvulo adquire a capacidade para embriogênese iniciando o processo de desenvolvimento.

Reação cortical na fertilização:

Cortical Reação são os primeiros sinais de ativação do ovo que aparecem no periférico citoplasma e é seguido por uma série de reações que são conjuntamente chamadas de cortical reação. A reação cortical varia em diferentes animais. Um estudo profundo do cortical reação foi feito nos ovos do ouriço-do-mar (filo Echinodermata).

O mar ouriço ovo no momento da fertilização muda sua cor de amarelo para Branco. Embora o significado da mudança de cor não seja conhecido, mas imediatamente após isso ocorrem alterações estruturais sequenciais, pelas quais o ovo-córtex é profundamente afetado, especialmente as estruturas únicas chamadas grânulos corticais, localizadas perto do plasmalema.

Plasmalemma:

o plasmalema do maduro ovo do mar ouriço é relativamente espesso e tem duas camadas. Imediatamente após a fertilização, as duas camadas do plasmalema separados uns dos outros. e a camada externa delimita a partir da superfície do ovo como a membrana de fertilização. Simultaneamente, neste momento, o cortical grânulos passam a inchar e explodido e o contido mucopolissacarídeos grânulos dissolver-se na água e ficar no estado fluido.

Este fluido então preenche o perivitelino espaço entre o fertilização membrana e ovo-citoplasma. Junto com isso, o fluido que sai desses cortical grânulos preenche ainda mais o perivitelino espaço resultando em tornar a membrana de fertilização mais distante e distinta do superfície de ovo. Além disso, do cortical grânulos, uma camada pegajosa chamada de hialino camada também é formado.

O estudo do processo de fertilização revelou que o cortical a reação é variável em diferentes animais. Entre as várias espécies animais, a mais próxima semelhança com o processo de fertilização de ouriço-do-mar é mostrado por ossudo peixes e Sapo. Em peixes ósseos e sapos, na fixação do esperma ao ovo, a cortical grânulos também rebentam e os grânulos liquefeitos são libertados na superfície do ovo, no entanto, em contraste com o ouriço-do-mar ovo, os ovos desses animais já são revestidos por membranas distintas que são realizadas no ovo no próprio ovário, por exemplo

o vitelino membrana do ovo da rã e do córion do ovo de peixe ósseo). Naqueles mamíferos, onde cortical grânulos estão presentes (ovos de humano, hamster, coelho), na fertilização esses grânulos são liberados no perivitelino espaço presente entre o citoplasma do ovo e a membrana pré-existente, o zona pelúcida. Os grânulos logo desaparecem provavelmente como resultado da dissolução. Nestes tipos de mamíferos também, um de novo membrana de fertilização não é formada como consequência de fertilização.

Essência de ativação:

Quando um maduro óvulo é comparado antes e depois da fertilização, então torna-se aparente que, como resultado da fertilização de um semi-inativo estado o óvulo entra em um estado dinâmico ativo Se a fertilização não ocorre, então, às vezes, o óvulo começa a mostrar degenerativo alterar levando à sua perda final. Em contraste, se a fertilização ocorre, ocorre a ativação do óvulo, no qual estão incluídas mudanças significativamente importantes.

Por exemplo, se o meiótica divisionário o processo ainda está incompleto, então está concluído, fusão do macho e fêmea ocorre pró-núcleos, ocorre a realocação e o rearranjo de diferentes substâncias citoplasmáticas do óvulo e o óvulo entra na fase de divisão rápida, ou seja, ocorre o início da clivagem, etc.

o fisiológico fatores que governam as alterações importantes no ovo, de fato, são chamadas de ativação do ovo. Resumidamente, a ativação do ovo pode ser descrita como em

Neste contexto, um dos fatos geralmente aceitos é que no momento da fertilização a esperma libera alguma substância importante no ovo que causa a estimulação de todos os tipos de processos descritos acima no ovo. penetração do esperma no óvulo, tendo em vista a importância do fertilizina-antifertilizina reação foi argumentado que são essas substâncias que também são os prováveis ​​fatores responsáveis ​​pela ativação do ovo.

Foi considerado que a ação primária do esperma é a ativação do enzimas oxidativas do óvulo e, como resultado, a energia extra disponibilizada é utilizada para regular todas as mudanças básicas que ocorrem no óvulo. No entanto, outras investigações revelaram que nos ovos de animais (por exemplo, Nereis) o consumo de oxigênio não aumenta após fertilização.

Algum outro mudanças metabólicas que foram observados no ovo após a fertilização são secreção excessiva de ácido imediatamente de poucos minutos após a fertilização, aumento da permeabilidade do membrana plasmática de ovo, e aumento na atividade do enzimas proteolíticas.

Para obter uma melhor compreensão da essência da ativação, o papel de síntese proteíca também foi examinado em grande detalhe e foi revelado que antes da fertilização o ribossomos são distribuídos individualmente no citoplasma de ovo, mas após a fertilização, eles se juntam em grupos, o que é indicativo de síntese proteíca.

Mudanças na Organização do Citoplasma do Ovo:

O processo de penetração de esperma no ovo, além de estabelecer o processo de ativação do ovo e anfimixis também causa vários rearranjos nos componentes do ovo-citoplasma em muitos animais. Como resultado, em comparação com a situação no óvulo não fertilizado, no óvulo fertilizado. alterações fundamentais na distribuição de vários constituintes e organelas do ovo-citoplasma ocorrer.

Mudanças na organização do citoplasma do ovo

Em alguns ovos de animais, essas mudanças são tão profundas que no citoplasma novas áreas são demarcadas. Como consequência da fertilização, as alternâncias organizacionais no ovo fertilizado são essenciais e altamente importantes para desenvolvimento embrionário.

Uma das alterações importantes é a remoção do grânulos corticais do óvulo e substituição da camada superficial externa original do ovo por camadas internas. Desde em morfogenético processos as camadas da superfície celular têm um papel essencial, portanto, a mudança na camada da superfície do ovo deve ter seu próprio significado.

Fertilização em ovo de rã:

No ovo de rã, a camada superficial do citoplasma de ovo começa a encolher na direção do pólo animal e, como resultado, esta citoplasma cobre aquela região incolor do pólo animal de onde o primeiro corpo polar é removido. Enquanto o citoplasma cortical se espalha em direção ao pólo animal, ele também se dispersa sobre o pólo vegetal. o pólo vegetal é o futuro ventral fim do embrião. Assim que a borda da cortical espalhada pigmentada acima do equador do ovo, a camada semelhante a uma faixa situada relativamente profundamente citoplasma periférico torna-se visível.

Em comparação com o citoplasma cortical a citoplasma periférico tem uma cor mais clara porque tem uma quantidade relativamente menor de pigmento. Como resultado desses arranjos, o ovo da rã adquire uma simetria bilateral distinta, cuja seção sagital mediana passa pelo crescente cinza. É neste estado citoplasmático que começa a clivagem no ovo.

Após a formação do crescente cinza, a permeabilidade do ovo reduz o pólo animal e a superfície ventral e, portanto, torna-se relativamente mais na superfície do crescente cinza. Na hora de gastrulação é este crescente cinza que desempenha um papel específico na formação de blastóporo.

3. Destino do espermatozóide dentro do ovo:

Em alguns grupos de animais, particularmente em mamíferos, todo o espermatozóide, isso é, cabeça, peça do meio e cauda, entra no citoplasma do ovo. No entanto, na maioria dos outros animais (por exemplo, equinodermos) apenas a cabeça e a peça intermediária entram no ovo, enquanto a cauda é deixada para trás, fora da membrana vitelina.

Em outros animais, (por exemplo, Nereis), apenas a cabeça do espermatozóide é capaz de entrar no óvulo, enquanto a parte do meio e a cauda são deixadas para trás. Já que na maioria dos grupos de animais, a cauda do espermatozóide é deixado para trás em fertilização, acredita-se que a principal função da cauda seja locomotora. O papel da peça intermediária do espermatozóide durante o processo de fertilização não é totalmente conhecido.

No vertebrado ovos, o primeiro meiótica divisão e o metáfase da segunda divisão meiótica é concluída no próprio ovário. Nesta fase, o processo divisionário é interrompido. Ovulação acontece e fertilização pode acontecer. A segunda divisão meiótica é concluída apenas se o óvulo for fertilizado por um espermatozóide.

Portanto, na divisão de redução desses animais (meiose) no óvulo é completado somente depois que o espermatozóide entra no óvulo e, então, apenas os segundos corpos polares são formados.

No momento da entrada do esperma no citoplasma do óvulo, o acrossoma é mais anterior e atrás dele estão presentes o núcleo e centrossoma, respectivamente. Muito em breve o núcleo e centrossoma girar por 180° e como resultado o centrossoma que contém a porção da cabeça do espermatozoide torna-se mais anterior. O resto do espermatozóide agora corta sua conexão com o núcleo e o centrossoma. Tanto o núcleo quanto o centrossoma sofrem mudanças estruturais.

O núcleo agora é conhecido como pronúcleo masculino. o pró-núcleo incha e os seus material de cromatina torna-se finamente granular. Ao absorver o fluido do citoplasma do ovo, ele se torna vesicular na aparência. Às vezes o centrossoma fica rodeado por ásteres. Junto com essas mudanças, o homem pró-núcleo e centrossoma também se movem em direção ao núcleo do ovo ou fêmea pró-núcleo para fusão.

A região exata no citoplasma do ovo onde os pronúcleos masculino e feminino se fundem depende da quantidade de gema presente no citoplasma do ovo. No ovos oligolecitais (mamíferos) contendo muito pouca gema, esta região está presente em algum lugar do centro do óvulo. ovos mesolecitais (sapo), essa região fica no meio da metade animal do ovo. O ovo de rã contém grânulos de pigmento.

Quando o esperma entra e viaja no ovo para a fusão, ele desloca os grânulos de pigmento e, como resultado, um caminho mais leve torna-se aparente no citoplasma do ovo. Este caminho de viagem do esperma é conhecido como o caminho de penetração. Os pronúcleos masculino e feminino se fundem de maneiras diferentes em animais diferentes.

Em vertebrados, as membranas nucleares tanto masculinas quanto femininas pronúcleo desaparecer e como de costume divisão mitótica seus cromossomos primeiro se organizam na linha média em uma placa metafásica e, finalmente, convertem-se em um núcleo diplóide. A fusão do masculino e feminino pronúcleo é conhecido como anfimixia.

Significado da fertilização:

No decorrer fertilização, o óvulo inativo é ativado. A ativação do óvulo é extremamente importante e essencial, uma vez que todo o desenvolvimento embrionário futuro depende da ativação do óvulo.

Como resultado de fertilização em muitos animais, a maturação ou divisão de redução no ovo é concluída.

Pela fertilização os gametas haplóides masculinos e femininos se fundem para formar um diplóide normal filhos.

Por fertilização os personagens hereditários de pais masculinos e femininos se misturam e, como resultado, o filhos herda traços característicos de ambos os pais.

Como resultado da fusão de masculino e feminino pronúcleo durante a fertilização provavelmente rejuvenescimento do citoplasma do óvulo ocorre.

Rejuvenescimento O citoplasma do óvulo é considerado essencial, uma vez que foi verificado experimentalmente que, na ausência desse processo, o poder de divisão do óvulo em desenvolvimento diminui ou às vezes até cessa completamente.

O ponto de entrada de espermatozóide no ovo estabelece o plano futuro de clivagem. Assim, o eixo que passa pelo ponto de entrada e o crescente cinza, é o dorso-ventral eixo do ovo em desenvolvimento.

Se você estiver interessado em biologia, leia também estas notas & # 8211 Estrutura de uma célula de esperma, Ensaio sobre a espermatogênese


RESULTADOS

Produção e desenvolvimento de zigotos polispérmicos

Usando gametas de arroz isolados, primeiro fundimos um óvulo com um espermatozóide, e o óvulo fundido resultante (zigoto) foi posteriormente fundido com um segundo espermatozóide dentro de 10 minutos após a primeira fusão (Fig. 1A). Neste estudo, espermatozoides que expressam heterologamente a histona H2B-GFP sob o controle do promotor da ubiquitina foram usados, uma vez que a cromatina nas células espermáticas e zigotos / embriões subsequentes foram marcados de forma fluorescente (Ohnishi et al., 2014), permitindo-nos precisamente observe o destino de desenvolvimento do zigoto polisspérmico após a fusão elétrica. Conforme mostrado na Figura 1, B e C, um zigoto com dois núcleos de esperma foi preparado com sucesso. O zigoto polisspérmico desenvolveu-se em uma estrutura semelhante a um embrião globular consistindo de 12 a 16 células (Fig. 1, D e E 2 d após a fusão). O embrião se dividiu em massa celular (Fig. 1F 8 d após a fusão) e calo branco (Fig. 1G 17 d após a fusão). Do calo branco, múltiplos brotos regenerados (Fig. 1H, 25 d após a fusão) e plântulas foram obtidos (Fig. 1I 105 d após a fusão). A velocidade de crescimento do zigoto polisspérmico para a plântula (Fig. 1, B – I) foi quase a mesma de um zigoto diplóide produzido pela fusão de gametas femininos e masculinos (Uchiumi et al., 2007). As plântulas regeneradas a partir de zigotos polispérmicos eram capazes de crescer no solo até se tornarem plantas maduras (Fig. 1J). Suas flores eram maiores do que as das plantas diplóides (Fig. 1K) e formavam avenidas bem desenvolvidas, que não eram óbvias em flores diplóides (Fig. 1L, Fig. S1 suplementar). Embora as plantas tenham florescido, as sementes maduras dificilmente se formaram nessas plantas. Essas características florais e a esterilidade das plantas são típicas de mudas triplóides de arroz (Hu e Ho, 1963).

Produção e desenvolvimento de zigotos polispérmicos de arroz. A, Ilustração esquemática do procedimento para produzir zigotos polispérmicos de arroz. Um óvulo foi fundido com um espermatozóide para produzir um zigoto monospérmico (primeira fusão). Dentro de 10 minutos após a primeira fusão, o zigoto monospérmico foi fundido com uma segunda célula de esperma para produzir um zigoto polispérmico (segunda fusão). B, C, D, E, F, G, H, I, J, K e L, Desenvolvimento de zigotos poliespérmicos de arroz produzidos por fusão in vitro. O zigoto polisspérmico (B, imagem de campo claro C, imagem fluorescente) desenvolveu-se em uma estrutura semelhante a um embrião globular (D, imagem de campo claro E, imagem fluorescente), massa celular (F) e calo branco (G) durante a cultura em meio N6D líquido. Quando o calo branco foi posteriormente cultivado em meio de regeneração sólido, formou vários brotos (H) e, em seguida, foram obtidas plântulas (I). As plântulas foram cultivadas no solo e formaram flores (J). As flores (3x em K) eram maiores que as de plantas diplóides (2x em K), e as flores estavam bem desenvolvidas em possíveis flores triplóides (3x em L). M, N, nível de ploidia da planta de arroz regenerada a partir do zigoto polispérmico. Depois que os núcleos foram extraídos de folhas de plantas de arroz de tipo selvagem (M) ou de folhas de plantas de arroz de tipo selvagem e plantas regeneradas de zigotos polispérmicos (N), o conteúdo de DNA por núcleo foi medido por citometria de fluxo. Círculos coloridos em verde claro e rosa em (A) indicam núcleos de espermatozoides e óvulos, respectivamente. As setas em (L) indicam awns. Barras de escala = 20 μm em (B – E), 100 μm em F, 1 mm em (G e H) e 1 cm em (I, K e L).

Produção e desenvolvimento de zigotos polispérmicos de arroz. A, Ilustração esquemática do procedimento para produzir zigotos polispérmicos de arroz. Uma célula-ovo foi fundida com uma célula de esperma para produzir um zigoto monospérmico (primeira fusão). Dentro de 10 minutos após a primeira fusão, o zigoto monospérmico foi fundido com uma segunda célula de esperma para produzir um zigoto polispérmico (segunda fusão). B, C, D, E, F, G, H, I, J, K e L, Desenvolvimento de zigotos poliespérmicos de arroz produzidos por fusão in vitro. O zigoto polisspérmico (B, imagem de campo claro C, imagem fluorescente) desenvolveu-se em uma estrutura semelhante a um embrião globular (D, imagem de campo claro E, imagem fluorescente), massa celular (F) e calo branco (G) durante a cultura em meio N6D líquido. Quando o calo branco foi posteriormente cultivado em meio de regeneração sólido, formou vários brotos (H) e, em seguida, foram obtidas plântulas (I). As plântulas foram cultivadas no solo e formaram flores (J). As flores (3x em K) eram maiores que as de plantas diplóides (2x em K), e as flores estavam bem desenvolvidas em possíveis flores triplóides (3x em L). M, N, nível de ploidia da planta de arroz regenerada a partir do zigoto polispérmico. Depois que os núcleos foram extraídos de folhas de plantas de arroz de tipo selvagem (M) ou de folhas de plantas de arroz de tipo selvagem e plantas regeneradas de zigotos polispérmicos (N), o conteúdo de DNA por núcleo foi medido por citometria de fluxo. Círculos coloridos em verde claro e rosa em (A) indicam núcleos de espermatozoides e óvulos, respectivamente. As setas em (L) indicam awns. Barras de escala = 20 μm em (B – E), 100 μm em F, 1 mm em (G e H) e 1 cm em (I, K e L).

Foi relatado que, no caso de zigotos diplóides, aproximadamente 80% dos zigotos produzidos in vitro cresceram em estruturas semelhantes a embriões globulares, e calos brancos e plântulas foram obtidos de forma eficiente a partir de estruturas semelhantes a embriões globulares diplóides (Uchiumi et al. , 2007). No estudo, monitoramos os perfis de desenvolvimento de 14 zigotos polispérmicos. Dos 14 zigotos, sete desenvolveram-se em embriões semelhantes a globulares (Tabela I). No entanto, os sete zigotos polispérmicos restantes mostraram defeitos na cariogamia ou na primeira divisão celular (Fig. S2 suplementar). Esses defeitos detectados em um estágio inicial do desenvolvimento do zigoto podem ser causados ​​por choque fisiológico de duas vezes a fusão elétrica para zigotos polispérmicos ou pela liberação de materiais celulares em excesso de dois espermatozoides. Entre sete estruturas semelhantes a embriões globulares, cinco cresceram em calos brancos e três dos calos brancos regeneraram em plantas (Tabela I). A eficiência de regeneração de estruturas semelhantes a embriões triplóides foi relativamente menor do que a de estruturas semelhantes a embriões globulares diplóides (Tabela I Uchiumi et al., 2007). Essa diferença na eficiência do crescimento do desenvolvimento entre zigotos triploides e diplóides pode ser causada pela proporção desequilibrada de material genômico paterno para materno nos zigotos, 2: 1 em zigotos triploides e 1: 1 em zigotos diplóides.

Perfis de desenvolvimento de zigotos poliespérmicos triploides e zigotos diplóides monospérmicos

Gametas usados ​​para fusão. Número de zigotos produzidos. Número de zigotos desenvolvidos em cada estágio de crescimento.
Cariogamia. Pró-embrião bicelular. Estrutura globular semelhante a um embrião. Calo branco. Plantlet.
Ovo + esperma + esperma 14 10 7 7 5 3
Ovo + esperma 4 4 4 4 3 3
Gametas usados ​​para fusão. Número de zigotos produzidos. Número de zigotos desenvolvidos em cada estágio de crescimento.
Cariogamia. Pró-embrião bicelular. Estrutura globular semelhante a um embrião. Calo branco. Plantlet.
Ovo + esperma + esperma 14 10 7 7 5 3
Ovo + esperma 4 4 4 4 3 3
Gametas usados ​​para fusão. Número de zigotos produzidos. Número de zigotos desenvolvidos em cada estágio de crescimento.
Cariogamia. Pró-embrião bicelular. Estrutura globular semelhante a um embrião. Calo branco. Plantlet.
Ovo + esperma + esperma 14 10 7 7 5 3
Ovo + esperma 4 4 4 4 3 3
Gametas usados ​​para fusão. Número de zigotos produzidos. Número de zigotos desenvolvidos em cada estágio de crescimento.
Cariogamia. Pró-embrião bicelular. Estrutura globular semelhante a um embrião. Calo branco. Plantlet.
Ovo + esperma + esperma 14 10 7 7 5 3
Ovo + esperma 4 4 4 4 3 3

Em seguida, foi determinado o nível de ploidia das plantas maduras que se regeneraram dos zigotos polispérmicos. Quando os núcleos foram extraídos de folhas de plantas de arroz de tipo selvagem (diplóide) e o conteúdo de DNA por núcleo foi medido por citometria de fluxo, um único pico de 2C foi detectado (Fig. 1M). No caso da medição de núcleos de folhas de plantas de arroz de tipo selvagem e plantas regeneradas de zigotos polisspérmicos, o pico correspondente ao nível 3C foi detectado além de um pico 2C (Fig. 1N). Estes indicaram que as plantas derivadas de zigotos polispérmicos eram triplóides, sendo consistentes com seu fenótipo estéril e características florais (Fig. 1, K e L). Além disso, os resultados sugeriram que os dois núcleos de espermatozoides no zigoto poliespérmico se fundiram com o núcleo do ovo, resultando em um núcleo zigótico triploide. Portanto, analisamos posteriormente os perfis cariogâmicos e a divisão nuclear dos zigotos polispérmicos.

Divisão de cariogamia e nuclear em zigotos polispérmicos

A progressão cariogâmica em zigotos diplóides monospérmicos de arroz foi relatada por Ohnishi et al. (2014). O núcleo do esperma, que foi marcado por fluorescência com H2B-GFP, migrou adjacente ao núcleo do ovo após a fusão do gameta (Fig. 2, A, aeb 20 min após a fusão). Então, o núcleo do espermatozoide se fundiu com o núcleo do óvulo, e a cromatina do esperma começou a se descondensar (Fig. 2, A, c e d 120 min após a fusão). A cromatina do esperma no núcleo zigótico foi posteriormente descondensada (Fig. 2, A, e e f 180 min após a fusão), e a cariogamia foi concluída (Fig. 2, A, ge h 240 min após a fusão, Fig. 2, A, i e j 360 min após a fusão). Quando zigotos polispérmicos foram preparados, dois núcleos de espermatozoides eram claramente visíveis (Fig. 2, B, aeb 5 min após a segunda fusão). Observamos detalhadamente a progressão cariogâmica em seis zigotos polispérmicos. Em quatro dos seis zigotos polispérmicos, um dos dois núcleos do esperma primeiro se fundiu com o núcleo do óvulo e, em seguida, a cromatina do esperma foi descondensada (Fig. 2, B, c e d 50 min após a segunda fusão), mas o outro núcleo do esperma permaneceu adjacente ao núcleo diplóide zigótico (Fig. 2, B, c e d). Depois disso, o outro núcleo do esperma se fundiu com o núcleo (Fig.2, B, e e f 160 min após a segunda fusão) e a cariogamia foi principalmente concluída (Fig. 2, B, g e h 175 min após a segunda fusão e Fig. 2, B, i e j 1 d após a fusão). Nos dois zigotos polispérmicos restantes, dois núcleos de espermatozoides eram visíveis no zigoto polispérmico (Fig. 2, C, a e b 13 min após a segunda fusão), então entraram em contato (Fig. 2, C, c e d 47 min após a segunda fusão) e fundidos juntos (Fig. 2, C, e e f 74 min após a segunda fusão). Os núcleos dos espermatozoides unidos fundiram-se posteriormente com o núcleo do óvulo, e a cromatina do esperma começou a se descondensar (Fig. 2, C, g e h 105 min após a segunda fusão) para a formação do núcleo zigótico (Fig. 2, C, i e j 1 d após a fusão). Os resultados mostrados na Figura 2 indicaram que dois núcleos de espermatozóides podem se fundir com um núcleo de óvulo por meio de duas vias diferentes. Em ambos os casos, a cariogamia foi concluída em 4 h, e o curso de tempo para a cariogamia nesses zigotos polispérmicos foi equivalente ao dos zigotos diplóides (Ohnishi et al., 2014). Isso sugere que dois núcleos de espermatozoides em um zigoto poliespérmico migram da mesma maneira que um núcleo de espermatozoide em um zigoto diplóide. Foi relatado que a migração do núcleo do esperma em zigotos de arroz durante a cariogamia é dependente dos filamentos de actina (Ohnishi et al., 2014). Portanto, duas células de esperma que expressam H2B-GFP foram sequencialmente fundidas com uma célula de ovo que expressa Lifeact-tagRFP, que rotulou filamentos de actina (Era et al., 2009), e a distribuição de filamentos de actina e a migração de núcleos de espermatozoides no zigoto poliespérmico foram observados . Curiosamente, os filamentos de actina existiam ao redor ou perto dos núcleos dos espermatozoides, e os núcleos dos espermatozoides pareciam migrar ao longo dos filamentos de actina (Fig. 3). Estes foram consistentes com os resultados do rastreamento da migração do núcleo do esperma e da organização dos filamentos de actina em um zigoto diplóide de arroz (Ohnishi et al., 2014) e sugeriram que a migração de núcleos de espermatozoides dependente do filamento de actina normalmente progride em zigotos polispérmicos.

Duas vias de cariogamia em zigotos poliespérmicos triploides. A, cariogamia em um zigoto diplóide monospérmico. Uma célula-ovo foi fundida com uma célula de esperma que expressa H2B-GFP, e o zigoto triploide resultante foi observado em série. O núcleo do espermatozóide marcado por fluorescência com H2B-GFP migrou adjacente ao núcleo do ovo após a fusão do gameta (a, b). Então, quando o núcleo do esperma se fundiu com o núcleo do óvulo, a cromatina do esperma começou a se descondensar (c, d). A descondensação da cromatina espermática progrediu ainda mais (e, f) e a cariogamia foi concluída (g – j). B, Uma via de cariogamia em zigoto polispérmico. Um óvulo foi fundido com um espermatozóide expressando H2B-GFP e, em seguida, o gameta fundido foi posteriormente fundido com outro espermatozóide. O zigoto triploide resultante foi observado em série. Dois núcleos de espermatozoides eram claramente visíveis no óvulo após sua fusão com os espermatozoides (a, b). Um dos dois núcleos do esperma primeiro se fundiu com o núcleo do óvulo (c, d) e, em seguida, o segundo núcleo do esperma se fundiu com o núcleo do óvulo (e, f), resultando em um núcleo zigótico triploide (g – j). C, Outra via de cariogamia no zigoto polispérmico. O zigoto polispérmico foi preparado como em (B) e o zigoto triploide foi observado em série. Dois núcleos de espermatozoides foram observados no óvulo após sua fusão com os espermatozoides (a, b) e, então, esses dois núcleos de espermatozoides se fundiram (c – f). Em seguida, os núcleos de espermatozoides unidos se fundiram ainda mais com o núcleo do ovo (g, h), resultando em um núcleo zigótico triploide (i, j). Os painéis superiores são imagens fluorescentes e os painéis inferiores são imagens de campo claro e fluorescentes mescladas. A ponta da seta em (Bc) indica a cromatina do esperma, que está se descondensando no núcleo fundido. Barras de escala = 20 μm.

Duas vias de cariogamia em zigotos poliespérmicos triploides. A, cariogamia em um zigoto diplóide monospérmico. Uma célula-ovo foi fundida com uma célula de esperma que expressa H2B-GFP, e o zigoto triploide resultante foi observado em série. O núcleo do espermatozóide marcado por fluorescência com H2B-GFP migrou adjacente ao núcleo do ovo após a fusão do gameta (a, b). Então, quando o núcleo do esperma se fundiu com o núcleo do óvulo, a cromatina do esperma começou a se descondensar (c, d). A descondensação da cromatina espermática progrediu ainda mais (e, f) e a cariogamia foi concluída (g – j). B, Uma via de cariogamia em zigoto polispérmico. Um óvulo foi fundido com um espermatozóide expressando H2B-GFP e, em seguida, o gameta fundido foi posteriormente fundido com outro espermatozóide. O zigoto triploide resultante foi observado em série. Dois núcleos de espermatozoides eram claramente visíveis no óvulo após sua fusão com os espermatozoides (a, b). Um dos dois núcleos do esperma primeiro se fundiu com o núcleo do óvulo (c, d) e, em seguida, o segundo núcleo do esperma se fundiu com o núcleo do óvulo (e, f), resultando em um núcleo zigótico triploide (g – j). C, Outra via de cariogamia no zigoto polispérmico. O zigoto polispérmico foi preparado como em (B) e o zigoto triploide foi observado em série. Dois núcleos de espermatozoides foram observados no óvulo após sua fusão com os espermatozoides (a, b), e então esses dois núcleos de esperma se fundiram (c – f). Em seguida, os núcleos de espermatozoides unidos se fundiram ainda mais com o núcleo do ovo (g, h), resultando em um núcleo zigótico triploide (i, j). Os painéis superiores são imagens fluorescentes e os painéis inferiores são imagens de campo claro e fluorescentes mescladas. A ponta da seta em (Bc) indica a cromatina do esperma, que está se descondensando no núcleo fundido. Barras de escala = 20 μm.

Organização dos filamentos de actina e migração dos núcleos dos espermatozoides em um zigoto poliespérmico durante a cariogamia. Uma célula-ovo que expressa Lifeact-tagRFP foi sequencialmente fundida com dois espermatozoides que expressam H2B-GFP, e o zigoto resultante foi observado em série sob um microscópio fluorescente. Como dois núcleos de espermatozoides foram observados em planos focais diferentes, as imagens de dois núcleos foram capturadas separadamente e apresentadas em (A – C) e (D – F). O primeiro núcleo do espermatozoide migrou em direção ao núcleo do óvulo (A, B) e se fundiu com o núcleo do óvulo, resultando na descondensação da cromatina do esperma no núcleo fundido (C). O segundo núcleo do espermatozoide migrou em direção ao núcleo do óvulo (D – F) e se fundiu com o núcleo diplóide do zigoto, resultando na descondensação da cromatina do esperma no núcleo triploide (G). As inserções em (D) e (E) mostram vistas ampliadas dos núcleos dos espermatozoides encerrados nos quadrados. Os filamentos de actina nessas inserções foram representados pela cor branca. O asterisco em (A) indica o núcleo do ovo rodeado por filamentos de actina. As setas em (C) e (G) indicam a cromatina em descondensação derivada do primeiro núcleo do esperma. A ponta da seta em (G) indica a cromatina em descondensação derivada do segundo núcleo do esperma. Barras de escala = 20 μm em (A – G), 5 μm nas inserções.

Organização dos filamentos de actina e migração dos núcleos dos espermatozoides em um zigoto poliespérmico durante a cariogamia. Uma célula-ovo que expressa Lifeact-tagRFP foi sequencialmente fundida com dois espermatozoides que expressam H2B-GFP, e o zigoto resultante foi observado em série sob um microscópio fluorescente. Como dois núcleos de espermatozoides foram observados em planos focais diferentes, as imagens de dois núcleos foram capturadas separadamente e apresentadas em (A – C) e (D – F). O primeiro núcleo do espermatozoide migrou em direção ao núcleo do óvulo (A, B) e se fundiu com o núcleo do óvulo, resultando na descondensação da cromatina do esperma no núcleo fundido (C). O segundo núcleo do espermatozoide migrou em direção ao núcleo do óvulo (D – F) e se fundiu com o núcleo diplóide do zigoto, resultando na descondensação da cromatina do esperma no núcleo triploide (G). As inserções em (D) e (E) mostram vistas ampliadas dos núcleos dos espermatozoides encerrados nos quadrados. Os filamentos de actina nessas inserções foram representados pela cor branca. O asterisco em (A) indica o núcleo do ovo rodeado por filamentos de actina. As setas em (C) e (G) indicam a descondensação da cromatina derivada do primeiro núcleo do esperma. A ponta da seta em (G) indica a cromatina em descondensação derivada do segundo núcleo do esperma. Barras de escala = 20 μm em (A – G), 5 μm nas inserções.

Após a cariogamia, os cromossomos originados do núcleo do zigoto triploide foram arranjados no equador (Fig. 4, A – H) e então separados para formar dois núcleos filhos através da divisão mitótica bipolar (Fig. 4, I – N), como ocorre nos zigotos diplóides (Ohnishi et al., 2014). No caso de zigotos polispérmicos de algas animais e fucóides, a divisão / citocinese nuclear anormal e letal é induzida por estruturas aberrantes e de fuso extra derivadas dos centríolos de espermatozoides extras (Schuel, 1984 Navara et al., 1994 Nagasato et al., 1999) . Para observar a formação do fuso em zigotos polisspérmicos de arroz, conduzimos a seguir análises imunocitoquímicas de zigotos em estágios mitóticos apropriados.

Divisão mitótica do zigoto polispérmico. Após a fusão in vitro de uma célula-ovo com uma célula espermática que expressa H2B-GFP, o gameta fundido foi posteriormente fundido com outra célula espermática. O zigoto polisspérmico foi então cultivado e a divisão mitótica monitorada em série. A cromatina e os cromossomos foram marcados com H2B-GFP no zigoto poliespérmico (A – D). Os cromossomos originados do núcleo zigótico triploide foram arranjados no equador (E – H), e então separados para formar dois núcleos filhos (I – N). Os painéis superior e inferior são imagens fluorescentes e de campo claro, respectivamente. Barra de escala = 20 μm.

Divisão mitótica do zigoto polispérmico. Após a fusão in vitro de uma célula-ovo com uma célula espermática que expressa H2B-GFP, o gameta fundido foi posteriormente fundido com outra célula espermática. O zigoto polisspérmico foi então cultivado e a divisão mitótica monitorada em série. A cromatina e os cromossomos foram marcados com H2B-GFP no zigoto poliespérmico (A – D). Os cromossomos originados do núcleo zigótico triploide foram arranjados no equador (E – H), e então separados para formar dois núcleos filhos (I – N). Os painéis superior e inferior são imagens fluorescentes e de campo claro, respectivamente. Barra de escala = 20 μm.

Organização de microtúbulos em zigotos polispérmicos durante a mitose

Zigotos polispérmicos de arroz foram fixados em cada fase mitótica, e a estrutura dos microtúbulos e a organização cromossômica foram visualizadas por coloração imunofluorescente com anticorpo anti-α-tubulina e coloração DAPI (4 ′, 6-diamidino-2-fenilindol), respectivamente. Nos zigotos na prófase, microtúbulos curtos estavam presentes ao redor da periferia do núcleo (Fig. 5, A – C). Os cromossomos foram dispostos no equador e um fuso de microtúbulo foi formado no zigoto na metáfase (Fig. 5, D – F). Em zigotos em anáfase, os cromossomos foram separados uniformemente em direção a cada pólo, possivelmente por meio da ação do fuso do microtúbulo (Fig. 5, G – I). Os fragmoplastos estavam presentes na telófase média (Fig. 5, J – L) e na telófase tardia (Fig. 5, M – O) em zigotos polisspérmicos em divisão. Os perfis de organização dos microtúbulos durante a mitose foram quase iguais aos observados em zigotos diplóides de arroz (Fig. Suplementar S3) e foram equivalentes aos observados em zigotos diploides de Arabidopsis (Webb e Gunning, 1991). Os resultados sugeriram que os cromossomos em zigotos triplóides foram uniformemente divididos em dois núcleos filhos através do fuso bipolar do microtúbulo, e que a polispermia não afetou o perfil mitótico em zigotos de angiosperma. Isso é consistente com a expectativa de que zigotos de plantas polisspérmicas sem centrossomas se dividissem normalmente, em contraste com aqueles em animais e algas fucóides (Lloyd e Chan, 2006 Spielman e Scott, 2008). Além da observação de microtúbulos em zigotos polispérmicos em divisão, a organização dos filamentos de actina durante a formação da placa celular também foi monitorada. Quando os zigotos polispérmicos produzidos pela fusão de uma célula-ovo que expressou Lifeact-tagRFP com duas células espermáticas que expressam H2B-GFP foram cultivados, sinais intensos derivados de filamentos de actina foram detectados no possível local de formação de placa celular em ambos os zigotos poliespérmicos triploides em divisão e em zigotos diplóides monospérmicos (Fig. S4 suplementar).

Organização dos microtúbulos durante a divisão mitótica de zigotos polispérmicos. Zigotos polisspérmicos foram fixados em cada fase mitótica, e a estrutura dos microtúbulos e a organização cromossômica foram visualizadas por coloração imunofluorescente com anticorpo anti-α-tubulina e coloração DAPI, respectivamente. Imagens representativas são apresentadas. As imagens nos painéis superior e central mostram coloração imunofluorescente e coloração DAPI, respectivamente. Os painéis inferiores mostram imagens mescladas. Barras de escala = 10 μm em (A – L), 20 μm em (M – O).

Organização dos microtúbulos durante a divisão mitótica de zigotos polispérmicos. Zigotos polisspérmicos foram fixados em cada fase mitótica, e a estrutura dos microtúbulos e a organização cromossômica foram visualizadas por coloração imunofluorescente com anticorpo anti-α-tubulina e coloração DAPI, respectivamente. Imagens representativas são apresentadas. As imagens nos painéis superior e central mostram coloração imunofluorescente e coloração DAPI, respectivamente. Os painéis inferiores mostram imagens mescladas. Barras de escala = 10 μm em (A – L), 20 μm em (M – O).


Sêmen de cachorro, fertilização de ovo humano?

Há alegações de que o sêmen do cão pode contornar as barreiras do óvulo da mulher e realmente fertilizar o óvulo. Pelo que li, o óvulo fertilizado não produz nada viável por causa da incompatibilidade cromossômica. O fato é que também ouvi dizer que o sêmen do cão não atravessa as barreiras, mas não tenho ideia de qual é o caso. Eu nos digo, porém, se o óvulo de uma mulher pode ser fertilizado com sêmen de cachorro, isso é simplesmente quente! Alguém com algum conhecimento científico saberia qual é o caso? (Fontes científicas são mais do que bem-vindas, contanto que não sejam muito científicas para que uma pessoa comum, como eu, possa entender.)

Aqui está o pedido de fertilização do óvulo:

Biologia e Genética - ArtOfZoo Animal Sex Bestialidade e Zoofilia

Também há posts no Quora afirmando que o sêmen do cão não passa da barreira do ovo.


Sei que essas fontes não são precisas ou científicas, por isso estou perguntando se alguém realmente sabe o que acontece durante esse processo. Simplificando, o óvulo é fertilizado ou o sêmen do cão não penetra?

Bobdobbs

Turista

Polyspermy - Wikipedia

Pilar

Cidadão premiado de ZV

Polyspermy - Wikipedia

Werqu

Estimado cidadão de ZV

Pferdefreund

Cidadão de zooville

A ponta de um espermatozóide contém proteínas que - assim como acontece com um vírus - devem corresponder às proteínas da parede celular do óvulo. Caso contrário, o esperma não será capaz de "abrir" a parede da célula para liberar seu conteúdo. Na verdade, isso é "abri-lo", quase exatamente como um sistema de chave / fechadura. Exceto que sua porta se dissolve para você, se a chave combinar.

Muito parecido com as fechaduras de segurança nas portas, mesmo um contorno de lâmina de chave ligeiramente diferente não pode abrir uma fechadura para a qual não é. Você pode apertar e mexer como quiser.

Células de esperma de cachorro não terão a chave correspondente, portanto, não funciona.

E antes que você pense, pode haver chaves universais ou algo assim. O esperma de cachorro é mutagênico na pele humana? Teratogen? Não? Bem, isso é porque se alguém está recebendo esperma de um cachorro, as enzimas das células do esperma não podem desbloquear as paredes celulares da pele.

E um dia escreverei um bot para isso, é como se fosse a terceira vez.

Pferdefreund

Cidadão de zooville

Pilar

Cidadão premiado de ZV

A ponta de um espermatozóide contém proteínas que - assim como acontece com um vírus - devem corresponder às proteínas da parede celular do óvulo. Caso contrário, o esperma não será capaz de "abrir" a parede da célula para liberar seu conteúdo. Na verdade, isso é "abri-lo", quase exatamente como um sistema de chave / fechadura. Exceto que sua porta se dissolve para você, se a chave combinar.

Muito parecido com as fechaduras de segurança nas portas, mesmo um contorno de lâmina de chave ligeiramente diferente não pode abrir uma fechadura para a qual não é. Você pode apertar e mexer como quiser.

Células de esperma de cachorro não terão a chave correspondente, portanto, não funciona.

E antes que você pense, pode haver chaves universais ou algo assim. O esperma de cachorro é mutagênico na pele humana? Teratogen? Não? Bem, isso é porque se alguém está recebendo esperma de um cachorro, as enzimas das células do esperma não podem desbloquear as paredes celulares da pele.

E um dia vou escrever um bot para isso, é como se fosse a terceira vez.

E nenhuma fonte científica listada? Eu escolheria a primeira resposta, mas não tenho certeza se esse site é cientificamente preciso.


CÉLULAS-TRONCO EMBRIONÁRIAS E ANIMAIS CLONADOS PRODUZIDOS POR TRANSFERÊNCIA DE CROMOSSOMO EM ZIGÓTESES DE MOUSE

Há dez anos, a clonagem da ovelha Dolly confirmou que o ovo de mamífero (oócito) possui a capacidade milagrosa de reprogramar o núcleo de uma célula somática adulta (não germinativa) de modo a dar origem a qualquer tecido do corpo (Wilmut et al. 1997). Os pesquisadores esperavam que essa capacidade pudesse ser aproveitada por meio da técnica de transferência nuclear de células somáticas (SCNT) para estudar e, eventualmente, tratar doenças humanas. Em particular, eles esperavam gerar linhas de células ES compatíveis com pacientes para terapia e linhas de células ES específicas de doenças humanas para acelerar o ritmo de pesquisa básica e desenvolvimento de medicamentos. O sucesso, no entanto, tem se mostrado ilusório. Embora 12 espécies tenham sido clonadas com sucesso e células ES derivadas de SCNT tenham sido criadas a partir de camundongos, ainda não houve uma linha celular ES confirmada derivada de SCNT humano. As dificuldades técnicas levaram mais tempo para contornar do que o inicialmente esperado, mas o maior obstáculo tem sido a escassez de oócitos humanos disponíveis para pesquisa.

Voltando ao modelo do camundongo, nosso laboratório procurou outros tipos de células que pudessem reprogramar um núcleo somático. O zigoto, como a célula fertilizada que mais se assemelha ao oócito, parecia a escolha óbvia. No entanto, trabalhos anteriores sobre zigotos e blastômeros estabeleceram firmemente que os zigotos são recipientes inadequados para transferência nuclear (Wakayama et al. 2000). Nessas experiências, todo o núcleo, ou par de pronúcleos, foi removido para iniciar a transferência nuclear. Raciocinamos que pode haver fatores localizados no núcleo que foram necessários para a reprogramação e que sua remoção durante a enucleação, em vez de qualquer tipo de esgotamento natural após a fertilização, poderia explicar a aparente incapacidade do zigoto de reprogramar. Portanto, extrair os cromossomos após a quebra do envelope nuclear durante a primeira divisão celular embrionária deixaria esses fatores inalterados e o citoplasto zigótico resultante teria habilidades de reprogramação semelhantes às do oócito. Nossos experimentos, conforme detalhados no artigo, apoiaram essa linha de raciocínio. O zigoto, se sua cromatina for removida durante a mitose, pode suportar a reprogramação nuclear e pode ser usado para clonar animais e gerar linhas de células ES clonadas (Egli et al. 2007).

Se esses resultados se mantiverem no ser humano, isso aumentará substancialmente os esforços para produzir linhas de células ES humanas para modelagem de doenças e medicina de transplante.


2018 DAT Bootcamp - Capítulo 12 Biologia de desenvolvimento (com imagens e mnemônicos engraçados)

o ovo ovulado completará a 1ª divisão meitótica produzindo 1g oócito 2 ° e corpo polar.

O oócito secundário irá parar na metáfase II.
se o ovo for fertilizado e entrar em meiose II completa, 3 corpos polares terão sido produzidos. no entanto, apenas o oócito pode produzir offpsring viável (corpos não polares) bc a vasta gama de nutrientes e citoplasma na célula progenitora torna o oócito viável (os corpos polares recebem muito pouco citoplasma de cada divisão)

observe que a imagem estrogênio em amarelo aumenta o endometirum engrossa incre

a capacitação é a etapa final de maturação dos espermatozoides antes da fertilização.

1. transformar a zona pelúcida (camada vitelina) em um invólucro de fertilização imprenetrável.

a clivagem radial resulta no alinhamento da célula no eixo vertical com as células superiores se sobrepõem diretamente à célula inferior.

clivagem determinada refere-se a blastormere que decidiu o destino depois de feita a partir da clivagem. uma célula pode nascer e se tornar um dos órgãos cardiovasculares.

as duas clivagens são baseadas na uniformidade da divisão embyro

clivagem holoblástica (holo = inteiro) refere-se à clivagem que ocorre em todo o embrião. uma clivagem completa que divide uniformemente o embrião inteiro em blastômeros distintos, isso acontece em um embrião sem muita gema como nós, ouriço-do-mar e sapo

o pólo animal terá clivagem muito ativa enquanto o pólo vegetal terá divisão lenta e negligenciável.

quando a mórula sólida começa a desenvolver um centro oco cheio de líquido, o embrião está no estágio de blástula. o estágio de clivagem termina oficialmente quando o blastocele começa a se formar.

1. epiblasto
- contará com o embrião principal
- a célula epiblástica engrossará e formará uma linha primitiva de chamada de resistência.
-a linha primitiva define eixo esquerdo -direito, para baixo para o embrião em desenvolvimento
-a linha primitiva é a estrutura crucial para iniciar o processo de gastrulação.

2. hipoblasto
- contribuirá parcialmente para o saco vitelino
- restante irá através da morte celular de controle de apoptose e degeneração.

O embrião de recordação está no estágio bilaminar quando a ICM é dividida em hipoblasto e epiblasto. A célula epiblástica invagina para dentro através da linha primitiva para formar 3 camadas germinativas: endoderme, mesoderme, ectoderme através da gastrulação.

com 3 camadas germinativas, o embrião é considerado na fase de gástrula.

conforme a célula invagina para dentro a partir da linha primitiva, ela cria uma abertura chamada blastosporo. a abertura gradualmente se aprofundou e formou a cavidade central chamada archenteron. formará o trato digestivo (tubo oco)

a abertura do arquêntero (blastospoe) torna-se ânus nos deuterostômios e a boca nos protostômios.


15,1. Estrutura do cromossomo e cariótipos

Teoria Cromossômica da Herança

A especulação de que os cromossomos podem ser a chave para a compreensão da hereditariedade levou vários cientistas a examinar as publicações de Mendel e reavaliar seu modelo em termos do comportamento dos cromossomos durante a mitose e a meiose. Em 1902, Theodor Boveri observou que o desenvolvimento embrionário adequado dos ouriços-do-mar não ocorre a menos que os cromossomos estejam presentes. Nesse mesmo ano, Walter Sutton observou a separação de cromossomos em células-filhas durante a meiose (Figura 15.2). Juntas, essas observações levaram ao desenvolvimento do Teoria Cromossômica da Herança, que identificou os cromossomos como o material genético responsável pela herança mendeliana.

A Teoria Cromossômica da Herança era consistente com as leis de Mendel e foi apoiada pelas seguintes observações:

  • Durante a meiose, os pares de cromossomos homólogos migram como estruturas discretas que são independentes de outros pares de cromossomos.
  • A classificação dos cromossomos de cada par homólogo em pré-gametas parece ser aleatória.
  • Cada pai sintetiza gametas que contêm apenas metade de seu complemento cromossômico.
  • Embora os gametas masculinos e femininos (espermatozoides e óvulos) difiram em tamanho e morfologia, eles têm o mesmo número de cromossomos, sugerindo contribuições genéticas iguais de cada pai.
  • Os cromossomos gaméticos se combinam durante a fertilização para produzir descendentes com o mesmo número de cromossomos de seus pais.

Apesar das correlações convincentes entre o comportamento dos cromossomos durante a meiose e as leis abstratas de Mendel, a Teoria Cromossômica da Herança foi proposta muito antes de haver qualquer evidência direta de que as características eram carregadas nos cromossomos. Os críticos apontaram que os indivíduos tinham características de segregação muito mais independentes do que cromossomos. Só depois de vários anos fazendo cruzamentos com a mosca da fruta, Drosophila melanogaster , que Thomas Hunt Morgan forneceu evidências experimentais para apoiar a Teoria Cromossômica da Herança.

A Estrutura do Cromossomo

Figura 15.3. Um diagrama do cromossomo humano 16 mostrando o padrão de bandas descrito na Figura 15.1.

O cromossomo humano 16 na Fig. 15.3 é um exemplo de um cromossomo de tamanho médio. Ele contém mais de 90 milhões pares de bases de DNA e estima-se que tenha entre 1.920 e 2.236 genes. [1] [2] A área comprimida representa o Centrômero, separando os dois braços do cromossomo. Por convenção, um cromossomo é geralmente apresentado verticalmente com o braço mais curto, chamado de p braço, no topo. o q braço é o braço mais longo na parte inferior do cromossomo. As regiões de cada braço são numeradas de cima para baixo e, portanto, podem fornecer o "endereço" ou locus de cada gene ao longo do cromossomo. Assim, o primeiro locus na Figura 15.3 é 16p13.2, indicando que está localizado no braço p do cromossomo 16 na posição 13.2.

À medida que nossa compreensão dos genes individuais aumenta, o mapa cromossômico também aumenta. Hoje é comum ver inserções como a da Figura 15.4, mostrando o arranjo dos genes individuais em um determinado loci. Às vezes, até mesmo essas inserções têm inserções, detalhando os genes até o nível do par de bases.

Figura 15.4. Cromossomo 2 com inserção de 150 quilobases.

Exercícios

  1. O cromossomo 2 é o segundo maior cromossomo humano, representando cerca de 8% do DNA. Quantas bases tem?

Cariótipos

Os cromossomos em prometáfase ou metáfase da mitose são corados para visualizar as bandas nos cromossomos devido ao empacotamento durante a prófase e fotografados. Os cromossomos são então organizados em ordem do maior para o menor em um cariótipo (Figura 15.5). Os primeiros vinte e dois pares de cromossomos, numerados de 1 a 22, são os autossomos e são homólogos e, portanto, contêm os loci de genes idênticos. Herdamos uma cópia de cada cromossomo de cada um de nossos pais.

O último conjunto de cromossomos não é numerado, mas identificado com as letras X e Y. Esses são os cromossomos sexuais, identificando o sexo do indivíduo. Uma pessoa que tem dois cromossomos X é mulher e quem tem um cromossomo X e um Y é homem. O cariótipo na Figura 15.5 é feminino, ou uma mulher, uma vez que este é um cariótipo humano.

Figura 15.5. Um cariótipo de cromossomos humanos após a colorização. Observe as localizações conhecidas dos cromossomos no núcleo no canto superior esquerdo.

Exercícios


Métodos

A evidência de polispermia foi quantificada em três espécies de ouriços-do-mar coocorrentes: S. purpuratus (ouriço-do-mar roxo), S. franciscanus (ouriço do mar vermelho), e S. droebachiensis (ouriço-do-mar verde). Indivíduos dessas espécies foram coletados do Deer Island Group em Barkley Sound, British Columbia, Canadá, em março de 2005 para um estudo inicial e depois em maio e junho de 2006 para um estudo de acompanhamento. Os indivíduos foram mantidos em um sistema aberto de água do mar e alimentados com macroalgas por no máximo duas semanas antes do uso em cruzamentos de laboratório. O estudo inicial de 2005 foi conduzido durante a estação de desova para todas as três espécies. Cruzamentos conspecíficos, bem como cruzamentos híbridos usando S. droebachiensis ovos foram examinados (todos os outros cruzamentos heteroespecíficos foram tentados, mas resultaram em taxas de fertilização muito baixas para serem analisadas). O estudo de acompanhamento de 2006 foi realizado mais tarde na época de desova, quando S. purpuratus e S. franciscanus ainda estavam na primeira temporada de desova, mas após a temporada de desova de S. droebachiensis (Strathmann 1987 Levitan 2002b). O objetivo do último estudo foi examinar mais detalhadamente as duas espécies com cinética de fertilização mais semelhante. Em 2006, antibióticos foram usados ​​nas culturas embrionárias para diminuir a mortalidade não associada à polispermia. Os dois estudos envolveram métodos ligeiramente diferentes e, portanto, foram analisados ​​de forma independente. Usamos os gametas de um único ouriço-do-mar macho e uma única fêmea para cada cruzamento. Ouriços-do-mar em cruzamentos conspecíficos foram usados ​​apenas uma vez (70 ensaios). Os óvulos de um subconjunto desses indivíduos também foram usados ​​com esperma de outras espécies (16 ensaios).

CRUZES DE LABORATÓRIO

Em cada dia experimental, injetamos ouriços-do-mar com 0,55 M de KCl para induzir a desova. Coletamos esperma da superfície aboral de cada ouriço-do-mar macho e os colocamos em um recipiente de vidro com gelo para prolongar a viabilidade. Coletamos os ovos invertendo cada ouriço-do-mar fêmea em uma tigela de vidro cheia com 1μL de água do mar filtrada e diluindo para uma concentração de estoque de 4.000-6.000 ovos / mL. Os gametas de cada cruzamento individual foram testados em uma gama de concentrações de espermatozoides desde limitação severa de esperma (normalmente 0% de fertilização) até condições severas de polispermia (tipicamente 0% de óvulos fertilizados sobrevivendo). Uma alíquota de 0,11 mL de esperma seco foi adicionada a um frasco de cintilação cheio com 10,89 mL de água do mar filtrada. Diluímos em série esta mistura pegando 1 mL e adicionando-o a 8 mL de água do mar filtrada cinco vezes em S. purpuratus e S. franciscanus (diluições finais = 10 2 –10 7) e seis vezes em S. droebachiensis (diluições finais = 10 2 –10 8). A diluição de esperma adicional foi adicionada ao S. droebachiensis testes porque esta espécie fertiliza com sucesso em concentrações de espermatozóides mais baixas. Em todos os ensaios, adicionamos alíquotas de 1 mL da solução de estoque de ovo a cada frasco dentro de 2 minutos da diluição do esperma. As concentrações de ovo e esperma foram medidas em todas as suspensões de estoque. Depois que os gametas foram introduzidos, giramos os frascos três vezes e os deixamos em um lençol de água do mar em temperatura ambiente (10–11 ° C).

Determinamos a fertilização após 3 horas contando aproximadamente 250 ovos e marcando o número de ovos em desenvolvimento. Muitas vezes S. franciscanus os óvulos falharam em aumentar os envelopes vitelinos em concentrações extremas de espermatozóides; esses óvulos foram classificados como “fertilizados e mortos pelo excesso de esperma” se concentrações mais baixas de espermatozoides naquela replicação produziram fertilização de 100%.

Em 2005, conduzimos um conjunto adicional de testes para examinar a suscetibilidade de óvulos à polispermia de espermatozoides heteroespecíficos. O trabalho anterior estabeleceu que ambos S. purpuratus e S. franciscanus o esperma pode fertilizar S. droebachiensis ovos (Levitan 2002a). Esses ensaios usaram os métodos descritos acima, mas compararam S. droebachiensis óvulos expostos a espermatozoides conspecíficos e aos espermatozoides dos outros dois congêneres.

LARVAL CULTURES

Colocamos todos os ovos e embriões marcados em provetas com 100 mL de água do mar filtrada e mantemos essas provetas em um lençol de água do mar fluido para manter as culturas na temperatura ambiente do mar. Nessas culturas, os números exatos de ovos fertilizados e não fertilizados eram conhecidos. Quando poucos óvulos foram fertilizados (& lt 10%) em concentrações de espermatozóides muito baixas, não estabelecemos culturas porque o tamanho da amostra era muito baixo para fornecer uma medida precisa de sobrevivência. Nos testes de 2006, adicionamos antibióticos às culturas (penicilina e estreptomicina de acordo com Strathmann 1987). Este tratamento geralmente aumentou a média e diminuiu a variância na sobrevivência embrionária.

Após 48 h, contamos as larvas em desenvolvimento em cada cultura. Dividimos o número de larvas em desenvolvimento pelo número de ovos fertilizados (como pontuado após 3 h) para determinar a sobrevivência embrionária bruta. Ajustamos esses valores de sobrevivência dividindo-os pelo valor mais alto de sobrevivência para aquele conjunto de culturas em uma réplica (a série de diluições de espermatozoides). Este ajuste removeu diferenças na sobrevivência da cultura replicada não associada à concentração de esperma. Os valores de sobrevivência ajustados foram transformados logit para linearidade aumentada e examinados com uma ANCOVA. Esta estimativa, as mudanças na sobrevivência embrionária de óvulos fertilizados associadas à variação na concentração de esperma, foi usada como nossa estimativa de polispermia. Essa estimativa permitiu a comparação de espécies que diferiam no estágio em que a polispermia matava os ovos e forneceu uma estimativa cumulativa da polispermia para uma população completa de ovos.

Um método alternativo de estimar a polispermia é a inspeção microscópica de óvulos fixos para múltiplas fusões de esperma (Brawley 1992 Franke et al. 2002 Levitan 2004), mas fornece apenas uma estimativa instantânea em um único momento. Este método alternativo requer que os óvulos sejam fixados alguns minutos após o espermatozóide e os óvulos serem misturados. Naquela época, alguns óvulos podem ainda não ter sido fertilizados, óvulos fertilizados podem não ter levantado as membranas vitelinas ou mostrar sinais de fertilização, os espermatozoides podem não ter penetrado totalmente na membrana do ovo ou os espermatozoides podem ter entrado e não estar mais visíveis (Franke et al. 2002). Todos esses fatores tendem a subestimar o grau de polispermia.

ADEQUAÇÃO DE DADOS AO MODELO DE CINÉTICA DE FERTILIZAÇÃO

As estimativas de fertilização e sucesso de desenvolvimento foram ajustadas a um modelo de cinética de fertilização (Styan 1998) que incorpora os efeitos da polispermia em altas concentrações de esperma. O modelo prevê a proporção de fertilizações monospérmicas em função da concentração de gametas, a constante de colisão (uma função da área da seção transversal do ovo e da velocidade do esperma, definida para cada espécie a partir de valores publicados de Levitan 1993), a constante de fertilização, o tempo de interação de espermatozoides e óvulos, e o intervalo entre a fertilização e o estabelecimento de um bloqueio efetivo à polispermia. Os dados empíricos sobre o sucesso do desenvolvimento (a fração de óvulos fertilizados e se desenvolvendo com sucesso, usada como proxy para fertilizações monospérmicas) e os valores dos parâmetros empiricamente derivados de concentração de gametas e tempo de contato espermatozoide-óvulo foram usados ​​em uma regressão não linear (SAS) para gerar estimativas de melhor ajuste da constante de fertilização e do tempo para bloquear a polispermia. Uma vez que esses valores foram estimados, a equação foi resolvida para o F25 (a concentração de esperma na qual 25% dos óvulos são fertilizados) e P25 (a concentração de esperma na qual 75% dos óvulos morrem por polispermia). Um baixo F25 valor indica que os óvulos são fertilizados mais facilmente em concentrações de espermatozóides mais baixas e, da mesma forma, um P baixo25 valor indica que os ovos são mais suscetíveis à polispermia em concentrações de espermatozóides mais baixas.

O modelo de Styan não força a autocorrelação entre o nível de fertilização previsto e a polispermia. As estimativas de F25 e P25 são independentes, porque os dados se ajustam ao modelo empírico, variando o tempo necessário para estabelecer o bloco de polispermia. Para testar essa independência, realizamos simulações do modelo usando dados fabricados, nos quais a facilidade de fertilização e a suscetibilidade à polispermia eram dependentes ou independentes uma da outra. Em seguida, usamos o modelo de Styan para prever os valores de F25 e P25. Quando a facilidade de fertilização foi mantida constante e a suscetibilidade à polispermia variou, a correlação entre F25 e P25 era zero. O F25 e P25 os valores foram correlacionados apenas quando os ovos fáceis de fertilizar também eram suscetíveis à polispermia (simulações não publicadas).


A classificação de espécies de um zigoto

Oi,
Eu estava pesquisando a identidade pessoal e percebi que parecia haver alguma confusão em como se deveria considerar o zigoto - ou qualquer outra célula - de uma espécie em particular. Por exemplo, Peter Singer e outros filósofos reconhecerão que um zigoto humano é um Homo sapiens, mas quando perguntei a uma bióloga americana ela disse que não, não era e que na verdade é uma questão filosófica.

Isso é algo que ainda é debatido na biologia, já que pelo que entendi os embriologistas dirão que é um membro da espécie humana?

Qualquer discussão sobre a terminologia acaba se resumindo à filosofia, uma vez que os termos são construções filosóficas.

Um zigoto humano é Homo sapiens no que diz respeito ao seu DNA, mas se você considerar o que define as espécies, então um zigoto não corresponde mais aos critérios de pertencimento a uma espécie. Digo isso porque o conceito biológico de espécie (que é o mais amplamente aceito, embora não seja o único conceito) identifica as espécies como membros de populações que podem ou se cruzam na natureza para produzir descendentes viáveis ​​- um zigoto é incapaz de se reproduzir, então não se qualifica de acordo com a definição.

Esse tipo de coisa pode ser argumentado em círculos, uma vez que os conceitos de espécie não são antropocêntricos em sua formulação, enquanto a filosofia é fortemente antropocêntrica em sua formulação. Isso torna problemática a consideração dos humanos como uma espécie biológica ao tentar abordar questões filosóficas.

  • Instituto de Paleontologia e Paleoantropologia de Vertebrados, Pequim, China
  • Postagens: 256

Se os biólogos insistissem que nada poderia ser atribuído a uma espécie até que ela fosse capaz de se reproduzir, então qualquer indivíduo que ainda não tivesse atingido a maturidade sexual seria mandado para o limbo taxonômico. Isso certamente é contrário à prática científica normal - os biólogos identificam os juvenis como pertencentes a determinadas espécies o tempo todo. Da mesma forma, os adultos não deixam de pertencer a uma espécie se sofrerem castração ou chegarem à menopausa. O conceito biológico de espécie torna-se absurdo se for aplicado estritamente a indivíduos - realmente faz sentido apenas para decidir se duas populações pertencem à mesma espécie, com base no fato de os membros adultos típicos dessas populações podem cruzar e produzir descendentes férteis.

Eu concordo que a questão de saber se um zigoto produzido por dois pais humanos (para evitar o termo & zigoto quothumano & quot!) Deve ser identificado como Homo sapiens é filosófico sem nenhuma resposta obviamente correta. Embora eu não ache o argumento sobre a falta de potencial reprodutivo convincente, também é verdade que um zigoto não possui as características anatômicas e comportamentais que permitem que as pessoas se reconheçam como humanos. Pessoalmente, penso que os zigotos pertencem a Homo sapiens, com base no DNA e no potencial para se desenvolver em algo mais reconhecidamente humano, mas este é um julgamento subjetivo do qual outros podem discordar.

E, claro, se um zigoto é um pessoa é uma questão totalmente separada, e claramente situada bem fora do domínio da biologia.

Não me entenda mal - eu pessoalmente não concordo com o Conceito de Espécie Biológica (BSC). Como eu disse, essas coisas podem ser discutidas em círculos - uma definição é uma definição e se alguém fizer uma interpretação estrita do BSC, então não se deve definir um indivíduo reprodutivamente defunto como sendo um membro de uma espécie. Claro, poucos biólogos insistem em uma interpretação tão estrita, nem estariam aplicando o BSC em primeiro lugar, uma vez que é impossível comparar a viabilidade reprodutiva de um organismo com a viabilidade reprodutiva do espécime morto que a espécie é definido por.

No entanto, de uma posição puramente filosófica, a formulação do BSC requer viabilidade reprodutiva e um zigoto simplesmente não pode cortar a mostarda.


Assista o vídeo: Classificação dos mamíferos - Biologia - Ensino Médio (Dezembro 2021).