Em formação

Quais são as melhores plantas para cultivar o fermento?


Sei que cultivar o fermento da batata produz um bom fermento para cerveja e que as formas de trigo dão um bom fermento para fermento; Não tenho visto muitas informações sobre outras culturas de leveduras de plantas úteis. Quais são algumas das outras plantas que oferecem culturas de fermento potencialmente úteis?

* editar: corrigido meu erro em pensar que o fermento foi produzido por plantas devido a uma resposta dada


As leveduras colonizam a superfície de muitas plantas - por exemplo, são uma parte típica da flora normal da superfície (microbioma) de frutas, como uvas1 e peras2.

Como você pode ver na segunda referência, o fermento pode competir com outros microorganismos para retardar o apodrecimento da fruta.

Você também pode achar que a seção "Usos" do artigo da Wikipedia sobre levedura e este artigo sobre vinificação são de seu interesse.

Referências:

1: Zahavi, T., Droby, S., Cohen, L., Weiss, B., & Ben-Arie, R. (2002). Caracterização da flora de leveduras na superfície das bagas de uva em Israel. VITIS-GEILWEILERHOF-, 41 (4), 203-208.

2: Benbow, J. M., & Sugar, D. (1999). Colonização da superfície do fruto e controle biológico de doenças pós-colheita de pera por meio de aplicações de leveduras na pré-colheita. Plant Disease, 83 (9), 839-844.

* A levedura de brotamento, também conhecida como levedura verdadeira, se enquadra no Filo Acomycota e na Ordem Saccharomycetales

As leveduras são muito diversas (mais de 1.500 espécies) com a maioria formando o filo Ascomycota, enquanto apenas algumas são classificadas como Basidiomycota. As células de levedura se reproduzem por brotamento ou fissão binária, que são métodos de reprodução assexuada (Horst, 2010).

Brotando - Uma nova célula de levedura é formada através da divisão celular mitótica e permanece ligada como um botão na célula antiga até que ela se divida e se torne independente. Aqui, a célula-mãe produz uma conseqüência que finalmente se divide para se tornar uma célula idêntica independente da célula-mãe.

Fissão Binária - Na fissão binária, nenhuma conseqüência (botão) é formada. Em vez disso, por meio da mitose, o genoma se replica e se divide, seguido pela formação de uma nova membrana plasmática e, por fim, a célula se divide em duas para formar duas novas células a partir da célula-mãe.

* Alguns dos fungos referidos como dimórficos tendem a alternar entre a fase de levedura e a fase de hifas, o que significa que eles também podem crescer como hifas (semelhantes a fios)


6 extratos de plantas emparelhados para retardar o envelhecimento em leveduras - e talvez em humanos, de acordo com um novo estudo

Não seria maravilhoso se todos nós vivêssemos até uma idade avançada sem doenças comuns como artrite, diabetes, doenças cardíacas, Parkinson ou Alzheimer?

Em uma missão para retardar o aparecimento de distúrbios relacionados à idade, um pesquisador da Concordia descobriu recentemente 21 extratos de plantas que retardam o envelhecimento em leveduras de forma mais eficiente do que qualquer molécula química conhecida. A levedura tem um processo de envelhecimento celular semelhante ao dos humanos, por isso é o melhor modelo celular para entender como ocorre o processo de anti-envelhecimento.

Agora, com base em sua pesquisa anterior, Vladimir Titorenko, professor de biologia na Faculdade de Artes e Ciências, descobriu que quando seis desses extratos de plantas retardadoras de envelhecimento são combinados em certos pares, eles amplificam significativamente sua eficiência um no outro.

Suas descobertas foram publicadas recentemente em Oncotarget em um artigo de coautoria de Titorenko e da Idunn Technologies, empresa de biotecnologia sediada em Quebec. A TransBIOTech do CEGEP de Lévis-Lauzon também participou dos estudos.

“Temos motivos para esperar que alguns desses extratos de plantas e suas combinações - todos classificados pela Health Canada como seguros para consumo humano - podem atrasar o início e a progressão de doenças com o envelhecimento humano”, diz Titorenko, cujo trabalho é dedicado para investigar os mecanismos moleculares pelos quais mutações, dietas e produtos químicos naturais retardam o envelhecimento das células.

“Se nossa expectativa estiver correta, isso pode ter um impacto profundo.”

Vladimir Titorenko, professor de biologia da Faculdade de Letras e Ciências.

O estudo de levedura: casca de salgueiro, gingko biloba e mais

A equipe de Titorenko trabalha com extratos vegetais (PE) usados ​​na Medicina Tradicional Chinesa. Os seis PEs escolhidos para o estudo foram PE 4 (Cimicifuga racemosa), PE 5 (Valeriana officinalis L.), PE 6 (Passiflora incarnata L.), PE 8 (Ginkgo biloba), PE 12 (Apium graveolens L.) e PE 21 (a casca de Salix alba, ou casca de salgueiro). Os outros 15 pares serão testados em um estudo posterior.

O novo estudo de prova de conceito testou 27 combinações possíveis de pares desses seis PE, bem como um PE misturado com espermidina e resveratrol. Os pesquisadores observaram seu efeito na longevidade da levedura em flor.

“Observamos um efeito sinérgico na extensão do atraso do envelhecimento apenas quando cada um dos dois componentes da combinação tem como alvo um componente diferente da rede de sinalização da regulação da longevidade na levedura de brotamento”, explica Titorenko.

Tendo provado sua hipótese, ele espera continuar a desenvolver a pesquisa, testando os 15 PE restantes não examinados neste estudo mais recente.

“Além disso, em colaboração com outros, estamos testando atualmente se algum desses extratos de plantas e suas combinações podem ter efeitos retardadores do envelhecimento e de melhoria da cura em células humanas cultivadas e em modelos de ratos de obesidade e envelhecimento prematuro”, disse Titorenko. “Este é o primeiro passo para avaliar se algum desses extratos de plantas e suas combinações podem atrasar o início e a progressão de doenças associadas ao envelhecimento humano.”

Recentemente, a Concordia assinou um acordo de propriedade intelectual com os colaboradores do estudo, Idunn Technologies e TransBIOTech. Éric Simard, co-autor do artigo, CEO da Idunn Technologies e autor de um novo livro sobre longevidade saudável, explica que esses PE que retardam o envelhecimento agem como miméticos da restrição calórica que enfraquecem o caminho primário do envelhecimento.

Idunn Technologies tem mais de 1.200 pontos de venda, incluindo Jean Coutu, Uniprix, Brunet, Proxim e Familiprix para seus produtos de envelhecimento saudável Vitoli, que contêm vários extratos vegetais retardadores de envelhecimento descobertos em colaboração com Concordia.

Este estudo foi apoiado pela bolsa conjunta de Pesquisa Aplicada e Desenvolvimento-Pesquisa Colaborativa e Desenvolvimento do Conselho de Pesquisa em Ciências Naturais e Engenharia do Canadá, o Concordia University Research Chair Fund, um prêmio de bolsa de pós-graduação da Concordia University e a Concordia University Merit Scholarship.


Biografia do palestrante

Jens Nielsen

Jens Nielsen recebeu seu PhD em Engenharia Bioquímica pela Universidade Técnica Dinamarquesa. Atualmente, ele é professor e chefe da Divisão de Sistemas e Biologia Sintética da Chalmers University of Technology em Gotemburgo, Suécia. Sua pesquisa se concentra na compreensão dos processos metabólicos em humanos e micróbios, juntamente com o desenvolvimento de vias de produção química e de proteína & # 8230 Continue Reading


Abordagens de biologia sintética para a engenharia de fábricas de células unicelulares

Nossa crescente compreensão da base molecular das funções biológicas permitiu a engenharia de sistemas biológicos para novos propósitos. Ferramentas modernas de genética, molecular, estrutural, de sistemas e microbiologia têm facilitado a engenharia racional de sistemas naturais, os micróbios unicelulares em particular. Compreender as relações entre a estrutura e a função da biomolécula permite o projeto de novas sequências de ácidos nucléicos e proteínas, incorporando blocos de construção não canônicos e, assim, montando sistemas totalmente artificiais com propriedades personalizadas (Marner, 2009) com base nos princípios da biologia sintética. Nesta seção, discutimos as tecnologias mais promissoras que são valiosas para a engenharia de organismos (Fig. 2).

Padronizando peças e abordagens de montagem

Sistemas bem estabelecidos que permitem a expressão direcionada, temporal e espacial de transgenes endógenos e heterólogos estão na vanguarda da engenharia de microrganismos orientada pela biologia sintética. O conceito fundamental requer o uso de peças padrão que são prontamente montadas e facilmente trocadas, para a engenharia de um organismo particular, mas idealmente também entre organismos para ortogonalidade (Scaife e Smith, 2016). Para E. coli e hospedeiros de levedura, conhecimento e ferramentas foram acumulados ao longo de décadas. Organismos fotossintéticos unicelulares, como cianobactérias e microalgas, têm crescimento rápido e podem ser cultivados de maneira semelhante às bactérias e leveduras, e a adoção de uma abordagem de biologia sintética agora facilitará seu desenvolvimento como plataformas de produção. Em contraste, o tempo de geração lenta de plantas superiores pode dificultar a engenharia metabólica avançada e, portanto, uma abordagem seria usar os hospedeiros fotossintéticos unicelulares para a geração e teste de partes de DNA de plantas e tecnologias que podem, em última análise, ser adotadas para uso em biotecnologia vegetal superior . Na verdade, técnicas avançadas de biologia molecular, como ZFN, TALENs e CRISPR – Cas9, foram desenvolvidas, testadas e otimizadas para muitos organismos fotossintéticos unicelulares. Os exemplos de avanços para a otimização de ferramentas moleculares são muitos e são revisados ​​em outro lugar (Jinkerson e Jonikas, 2015 Scaife e Smith, 2016).

No entanto, em todos os casos, o desenvolvimento de partes de DNA padronizadas que aderem a uma sintaxe comum para montagem rápida está revolucionando o projeto e a construção de vias heterólogas multigênicas complexas. O primeiro deles foi o BioBricks, desenvolvido pela competição iGEM (Knight, 2003), onde o uso de enzimas de restrição específicas no final de cada parte permitiu que fossem montados sequencialmente em sequências cada vez mais longas. Isso foi seguido rapidamente pela montagem Gibson (Gibson et al., 2009), o que evita a introdução de cicatrizes entre as partes, além de possibilitar a montagem de vários fragmentos simultaneamente. Refinamento adicional veio de métodos como Golden Gate (Engler et al., 2008), que combinam a facilidade de clonagem baseada em restrição e a montagem simultânea e contínua de várias partes.

Embora as partes do DNA que compõem um circuito genético possam variar entre os organismos, por meio da adoção de uma sintaxe como a proposta para clonagem modular usando a montagem Golden Gate, bibliotecas de partes sintéticas estão sendo desenvolvidas e disponibilizadas (Weber et al., 2011 Engler e Marillonnet, Patrono de 2014 et al., 2015 Lee et al., 2015). O acesso e a facilidade com que os cassetes de expressão podem ser projetados e montados estão permitindo o teste sistemático de alto rendimento de peças nos organismos alvo. Em muitos casos, no entanto, as partes desejadas "totalmente previsíveis" ainda precisam ser descobertas. Na verdade, a engenharia metabólica bem-sucedida depende da expressão de um transgene de uma forma previsível, de modo a modificar o metabolismo de maneira confiável. A síntese de proteínas fortemente regulada e induzível são determinantes importantes do rendimento do produto e ajudam a evitar efeitos indesejados no metabolismo endógeno que podem culminar em defeitos pleiotrópicos.

Regulação da expressão do transgene por efetores modulares

O fluxo metabólico em uma célula é regulado por uma série de controles regulatórios entrelaçados, nos níveis de transcrição, tradução, estabilidade da proteína e atividade enzimática. Em sistemas bacterianos, a regulação da transcrição é provavelmente um dos processos mais importantes e, em um contexto de biologia sintética, pode ser o ponto de acesso mais simples para alterar o fluxo celular. Consequentemente, os esforços de engenharia metabólica há muito se baseiam na descoberta e caracterização de promotores eficazes, em sistemas bacterianos e eucarióticos. Mais recentemente, outros elementos reguladores, como riboswitches, estão sendo empregados como efetores modulares que podem ser facilmente permutados com a sequência de codificação e outras partes das unidades de transcrição que são projetadas no chassi do host (Berens et al., 2015 McKeague et al., 2016).

A seleção de promotores é um componente-chave do ciclo de design, onde uma ampla gama de capacidades de expressão de várias ordens de magnitude é necessária para a expressão ideal de genes em uma via. Ao longo dos anos, muitos promotores existentes naturalmente foram caracterizados em vários hospedeiros bacterianos e de levedura, mas eles não representam a faixa dinâmica necessária para a otimização do fluxo em uma via. A engenharia do promotor visa modular a capacidade de transcrição de um promotor existente, alterando sua sequência de DNA para gerar bibliotecas de promotores sintéticos. Para conseguir isso, os promotores naturais são classicamente submetidos a abordagens moleculares, como a mutagênese de saturação de regiões promotoras (Solem e Jensen, 2002 Hammer et al., 2006), PCR sujeito a erros (Hammer et al., 2006 Tyo et al., 2011 Reed et al., 2012 Hauk et al., 2016), ou engenharia de promotor híbrido (Blazeck et al., 2011, 2012, 2013 Xu et al., 2014), e as variantes do promotor resultantes são rastreadas com leituras quantificáveis ​​para definir as forças do promotor. No entanto, esta abordagem é aplicável apenas a sequências de promotor relativamente curtas e para certos fins experimentais. Os métodos computacionais, por outro lado, permitem a previsão da atividade do promotor antes da caracterização funcional, reduzindo assim o número de variantes do promotor a serem testadas na Vivo. Em sílico modelos como a matriz de peso de posição (Sinha, 2006), regressão de mínimos quadrados parciais (Jonsson et al., 1993), e redes neurais artificiais (Meng et al., 2013) permitem a elucidação do efeito de bases e motivos de DNA individuais na atividade do promotor.

Além de validar novas estratégias de engenharia de promotores e definir as forças do promotor, os promotores sintéticos também foram implementados com sucesso para a biossíntese de produtos naturais. No E. coli, um único promotor contendo três únicos cis- elementos reguladores que podem reconhecer três fatores de transcrição simultaneamente foram desenvolvidos usando um em sílico algoritmo de otimização, para permitir que vários sinais ambientais modulem a expressão gênica de maneira diferente (Amores et al., 2015). Por meio de uma abordagem de engenharia de promotor, a produção de licopeno em E. coli foi melhorado através da modulação da expressão de genes expressos de forma heteróloga (Shen et al., 2015). No S. cerevisiae, promotores sintéticos indutíveis por baixo pH foram projetados a partir de promotores não responsivos ao pH (Rajkumar et al., 2016). Os promotores mínimos sintéticos indutíveis e constitutivos & lt120 bp de comprimento foram projetados combinando um elemento central curto robusto e genérico com fortes sequências de ativação a montante de

10 bp (Redden e Alper, 2015). Em uma abordagem distinta, a arquitetura do nucleossomo foi usada para prever os promotores de alta atividade computacionalmente. Como a ocupação de nucleossomos ao longo de sequências de DNA arbitrárias é preditiva, os promotores podem ser (re) projetados para atividade definida (Curran et al., 2014). Recentemente, um promotor multigênico sintético modular e sistema de fator de transcrição consistindo em níveis de expressão ajustáveis ​​e previsíveis variando de insignificante a muito forte, independente de indutores adicionados externamente, também foi desenvolvido para a expressão de múltiplas vias gênicas (Rantasalo et al., 2016).

Da mesma forma, em microalgas, como C. reinhardtii, décadas de pesquisa elucidaram vários processos fundamentais que podem ser construídos para facilitar a expressão do transgene (Scaife e Smith, 2016). Os promotores caracterizados usados ​​para a expressão controlada do transgene incluem aqueles regulados por luz (Fischer e Rochaix, 2001), nitrato (Ohresser et al., 1997), cobre (Quinn e Merchant, 1995), nitrogênio (Matthijs et al., 2016), e vitamina B12 (Helliwell et al., 2014). Além de promotores nativos de alta expressão (por exemplo, RuBisCo gene da subunidade pequena RBCS2 e PsaD), o desenvolvimento e uso de promotores sintéticos (por exemplo, promotor da proteína de choque térmico 70A fundido ao promotor RBCS2) para a expressão constitutiva de transgenes resultou em melhora significativa no frequência de transformantes estáveis ​​obtidos (Schroda et al., 2000).

Além de promotores, moléculas de RNA não codificantes funcionais conhecidas como riboswitches foram desenvolvidas como elementos reguladores sintéticos em muitas bactérias e eucariotos (Roth e Breaker, 2009). Em geral, o domínio de detecção de ligante (aptâmero) de riboswitches é combinado com um domínio regulatório, ou plataforma de expressão, que pode controlar a expressão gênica de uma variedade de maneiras. Por exemplo, em bactérias, a ligação direta de um ligante específico ao domínio de aptâmero pode ser usada para atenuar a terminação da transcrição ou o início da tradução (Roth e Breaker, 2009), enquanto que em eucariotos (plantas, fungos, bem como algas), a ligação do ligante causa splicing alternativo, que evita a produção de proteína, por exemplo, pela introdução de um códon de parada na estrutura. Em termos de praticidade para aplicação em larga escala, os riboswitches podem ser regulados por concentrações nanomolares de ligante (Croft et al., 2007 Moulin et al., 2013). No C. reinhardtii, o riboswitch dentro do THI4 gene da via de biossíntese de tiamina já foi desenvolvido em uma ferramenta de regulação da expressão do transgene (Croft et al., 2007 Moulin et al., 2013). Este sistema também foi adaptado em um novo circuito sintético para regular a expressão de genes de plastídios (Ramundo et al., 2013). Riboswitches também foram desenvolvidos como ferramentas para a regulação da expressão gênica em cianobactérias. Foi demonstrado que um riboswitch dependente de teofilina atua como um sistema estrito de produção de proteína induzível em S. elongatus PCC 7942, capaz de alcançar estados de expressão binários on / off (Nakahira et al., 2013). Semelhante a outros sistemas de riboswitch, o nível de produção de proteína pode ser ajustado com diferentes concentrações de teofilina, um atributo que destaca a flexibilidade de tais plataformas de expressão quando integradas em circuitos genéticos.

Engenharia de proteínas

Proteínas e enzimas naturais são freqüentemente projetadas para atender às necessidades rigorosas dos processos industriais. É também uma ferramenta poderosa para biologia sintética, onde propriedades de proteínas personalizadas atendem aos requisitos de redes metabólicas sintéticas. A engenharia de proteínas é uma forma de biologia sintética que contribui significativamente para a engenharia metabólica, melhorando a atividade enzimática, alterando o substrato e a especificidade do produto das enzimas, gerenciando o fluxo metabólico usando a engenharia de estrutura enzimática e modulando os elementos reguladores que ajustam os níveis de proteína (Foo et al., 2012 Li, 2012 Li e Cirino, 2014). Um fator chave na engenharia de proteínas é a capacidade de determinar com precisão a estrutura tridimensional das proteínas, pois elas fornecem detalhes essenciais sobre a função biológica e o mecanismo de ação. As técnicas computacionais auxiliam na compreensão das relações entre a estrutura e a função das proteínas, que subsequentemente permitem a modelagem e o projeto de sequências de aminoácidos primárias que resultarão em funções enzimáticas novas ou modificadas. Modelagem de proteína auxiliada por computador e abordagens de projeto, usando homologia ou ab initio métodos, foram resumidos em outro lugar (Kelchtermans et al., 2014 Kingsley e Lill, 2015 Khan et al., 2016 Wei e Zou, 2016).

A evolução dirigida é uma ferramenta poderosa para a engenharia de proteínas. Variantes randomizadas de um gene que codifica uma proteína de interesse são expressas em um hospedeiro adequado e combinadas com um método de triagem apropriado para identificar proteínas mutantes com as propriedades desejadas. Com esta abordagem, as propriedades das proteínas foram redesenhadas ou melhoradas por meio de ciclos iterativos de mutagênese e amplificação dos mutantes desejados para acumular mutações benéficas na proteína final (Cobb et al., 2013). Com relação ao metabolismo especializado em plantas, várias classes de enzimas foram projetadas para modular sua eficiência catalítica, especificidade e / ou atividade. Uma dessas classes de enzimas é a família da glicosiltransferase dependente de UDP (UGT), cujos membros catalisam a adição de resíduos de açúcar a estruturas de produtos naturais, como flavonóides ou alcalóides. A glicosilação desempenha um papel fundamental no aumento da solubilidade e estabilidade de metabólitos especializados no ambiente aquoso de uma célula, bem como a desintoxicação, facilitando assim o seu acúmulo e armazenamento (Liang et al., 2015). Os avanços nos estudos estruturais da planta UGT melhoraram nossa compreensão dos mecanismos catalíticos, o que por sua vez permitiu a engenharia direcionada para atividade aprimorada, regiospecificidade alterada e padrão de glicosilação, para produzir uma infinidade de glicosídeos bioativos (Wang, 2009). As enzimas P450 são outra superfamília que desempenha papéis críticos na biossíntese de metabólitos especializados em plantas. Eles exibem uma ampla gama de substratos e catalisam uma ampla gama de transformações químicas. Sua capacidade de introduzir átomos de oxigênio estereo e regioespecificamente em moléculas complexas e de ativar uma molécula de estrutura principal por meio de reações de oxigenação, os torna particularmente valiosos para aplicações de biologia sintética. Por exemplo, P450s bacterianos solúveis foram projetados para oxidar diversos andaimes químicos para a produção de produtos químicos de alto valor, destacando a maleabilidade, bem como a robustez dessas proteínas (Girvan e Munro, 2016).

O andaime de proteína artificial é outra abordagem versátil (Fig. 2, ver caixa de engenharia de proteínas), que permite a imitação de máquinas naturais para vias multienzimáticas e tem sido amplamente aplicada em biologia sintética. Geralmente, na natureza, as reações multicascade ocorrem em complexos multienzimáticos, onde os microcompartimentos facilitam as reações individuais. Este fenômeno, conhecido como formação de metabólitos ou canalização metabólica, permite evitar desequilíbrios de fluxo, difusão e perda de intermediários, liberação de intermediários de via tóxica e interferência de redes metabólicas concorrentes (Jørgensen et al., 2005 Bassard et al., 2017). Portanto, a montagem de centros ativos de enzimas da via sequencial nas proximidades é de grande interesse para aumentar a eficiência catalítica geral de uma via heteróloga (Conrado et al., 2008). Nesse fenômeno de canalização metabólica, as enzimas são ordenadas sequencialmente para garantir que a concentração local dos intermediários da via seja alta em torno do complexo enzimático. Como a maioria das vias biossintéticas de metabólitos especializados em plantas envolve várias enzimas, a canalização metabólica em hospedeiros de produção pode muito bem ser um meio eficaz de otimizar a produção e aumentar os títulos (Singleton et al., 2014). Uma variedade de moléculas-alvo foram sintetizadas por meio do andaime de enzimas com motivos peptídicos e seus domínios adaptadores cognatos (Horn e Sticht, 2015 Pröschel et al., 2015). No E. coli, o andaime tem sido usado de forma eficaz para o aumento da produção de ácido glucárico (Moon et al., 2010) e mevalonato, o precursor de sesqui- e triterpenóides (Dueber et al., 2009). Da mesma forma, na levedura, a produção de resveratrol foi aumentada pelo andaime de 4-cumarato: CoA ligase e estilbeno sintase (Wang e Yu, 2012). Além disso, o andaime artificial oferece a possibilidade de avaliar o efeito de diferentes proporções de enzimas no rendimento do produto. Por exemplo, o título de ácido glucárico produzido em E. coli foi mais fortemente afetado pela inclusão de domínios de interação de cadafalso para as enzimas a montante do que para as enzimas posteriores da via (Lua et al., 2010).

Como o andaime artificial, a fusão direta de proteínas também tem sido usada para melhorar a eficiência catalítica de enzimas. Na natureza, por exemplo, a fusão natural de um P450 a uma aldo-ceto redutase em Papaver spp. foi descoberto ser essencial para a síntese de alcalóides morfinanos (Farrow et al., 2015 Winzer et al., 2015). Fusão artificial do Panax ginseng P450 protopanaxadiol sintase (PPDS) e a Arabidopsis thaliana P450 redutase ATR1 mostrou melhorar a atividade catalítica do PPDS (Zhao et al., 2016). Da mesma forma, a fusão in-frame de uma isoflavonona sintase de trevo vermelho P450 com uma redutase de arroz P450 após a remoção dos domínios de ligação à membrana permitiu a conversão de naringenina em genisteína em E. coli (Kim et al., 2009).

Biossensores

A quantificação de produtos naturais de plantas em um hospedeiro de produção é muitas vezes desafiadora, pois eles raramente são associados a um fenótipo mensurável. No entanto, reguladores biológicos naturais podem servir como repórteres moleculares na presença de ligantes específicos e podem ser aplicados como biossensores para correlacionar a quantidade de ligante à leitura de uma proteína repórter. Normalmente, os biossensores estão ligados a uma saída colorimétrica para relatar a concentração de metabólitos. Isso permite a triagem e seleção de cepas de melhor desempenho em um modo de alto rendimento. Proteínas repórter fluorescentes são amplamente empregadas por causa de sua compatibilidade com classificação de células ativadas por fluorescência (FACS), que permite a triagem eficiente em um curto espaço de tempo (Binder et al., 2012). Os reguladores transcricionais em bactérias que ativam a degradação de metabólitos e as vias de assimilação de carbono após a detecção de flavonóides vegetais são mecanismos reguladores naturalmente existentes que podem ser aplicados como biossensores (Hirooka e Fujita, 2011 Marin et al., 2013, Rao e Cooper, 1994). Ao combinar tais fatores de transcrição com um sinal repórter fluorescente, biossensores de flavonóides para a quantificação de naringenina, quercetina e kaempferol foram construídos com sucesso em E. coli (Siedler et al., 2014). Sensores de moléculas pequenas também podem ser acoplados a uma vantagem seletiva, de modo a transformar fenótipos biossintéticos em uma diferença de aptidão. Raman e colaboradores (2014) usaram um domínio sensor responsivo a uma molécula alvo para controlar a expressão de um gene repórter necessário para a sobrevivência da cepa em condições seletivas. Ao converter a presença intracelular da molécula alvo em uma vantagem de aptidão, uma estratégia geral foi desenvolvida para o enriquecimento de raros produtores elevados dentro de uma população de variantes. Usando esta abordagem, a produção de naringenina e ácido glucárico em E. coli foi melhorado significativamente através da otimização da via guiada por evolução (Raman et al., 2014). Em um estudo adicional, o uso de domínios de ligação ao ligante foi proposto como uma estratégia geral para construir biossensores de moléculas pequenas para qualquer molécula alvo. Feng e colegas de trabalho converteram um único domínio de ligação ao ligante de alta afinidade em vários suportes específicos condicionalmente estáveis, que quando fundidos a fatores de transcrição geraram biossensores que respondem aos seus ligantes alvo, os esteróides digoxina e progesterona (Feng et al., 2015).

Biossensores naturais são detectores onipresentes que percebem sinais ambientais intra ou extracelulares, como pequenas moléculas, íons ou parâmetros físicos. Eles respondem aos sinais detectados, modificando a atividade celular em um nível de atividade transcricional, translacional ou proteica. Por exemplo, E. coli tem 230 fatores de transcrição responsivos a metabólitos que detectam e respondem a açúcares e seus fosfatos, aminoácidos e lipídios (Binder et al., 2012). A capacidade dos biossensores de alternar entre um estado "ligado e desligado" em resposta a estímulos os torna aplicáveis ​​para vários fins de biologia sintética. Biossensores que podem sentir e responder a estímulos de pequenas moléculas dentro das células têm uma ampla gama de aplicações, incluindo regulação e otimização de vias metabólicas, medição e imagem da concentração de metabólitos e monitoramento de toxinas ambientais (Zhang e Keasling, 2011 Paige et al., Zhang 2012 et al., 2012 Raman et al., 2014 Mehrotra, 2016 Rogers et al., 2016 Hassani et al., 2017). Existem vários elementos de controle dentro de uma célula que podem modular a expressão gênica em resposta a um estímulo e, portanto, podem ser empregados como biossensores, incluindo proteínas reguladoras da transcrição, reguladores de riboswitch genéticos baseados em RNA e enzimas funcionais (De Paepe et al.2016 Mehdizadeh Aghdam et al., 2016 Palchetti, 2016). Fatores de transcrição desempenham um papel fundamental no projeto de biossensores, pois podem ser facilmente incorporados em circuitos sintéticos para controlar a expressão gênica condicionalmente. Os biossensores regulatórios baseados em fator de transcrição são particularmente atraentes devido à modularidade de suas partes constituintes, o par domínio de ligação de DNA-promotor, o domínio de ligação de ligante, o domínio de ativação da transcrição, o repórter e a cepa hospedeira, todos os quais podem ser modificado de acordo com a aplicação (De Paepe et al., 2016 Mahr e Frunzke, 2016).

Em uma abordagem distinta, em vez de usar a produção de proteína fluorescente como saída, um biossensor acoplado a enzima foi desenvolvido em levedura para identificar uma tirosina hidroxilase que poderia converter de forma eficiente l-tirosina em l -3,4-dihidroxifenilalanina (l-DOPA), um intermediário de via na síntese de alcalóides de benzilisoquinolina (BIAs). Para isso, uma enzima biossintética vegetal que converte l-DOPA em um pigmento fluorescente amarelo foi introduzida em S. cerevisiae como uma leitura simples do biossensor quantificável. Usando este biossensor, uma tirosina hidroxilase eficiente foi identificada a partir de uma biblioteca mutante de tirosina hidroxilases e usada para sintetizar os intermediários BIA (S) -reticulina e (S) -norcoclaurina de glicose em levedura (DeLoache et al., 2015).

Os biossensores são uma plataforma atrativa de triagem de fenótipos, com estratégias de design promissoras que tornam sua aplicabilidade em processos industriais uma realidade para o futuro. Por exemplo, biossensores foram usados ​​com sucesso para o monitoramento em tempo real da produção de metabólitos (Rogers e Church, 2016), e vários componentes biossintéticos foram selecionados em um chassi usando vários sensores robustos que têm baixas taxas de falso-positivo e amplas faixas operacionais (Rogers et al., 2015). A falta de domínios de sensor para todos os compostos de valor industrial torna a engenharia metabólica dirigida por biossensores em hosts de produção um desafio. No entanto, espera-se que uma caracterização adicional dos sistemas de biossensores e da engenharia de proteínas ajude a resolver essas questões e forneça soluções para o campo.

Genomas mínimos

A variação natural nos tamanhos do genoma entre as espécies levantou questões sobre o tamanho dos genomas mínimos e o conjunto essencial de genes necessários para manter a vida celular (Glass et al., 2006). Por meio de abordagens de deleção de genes, os pesquisadores geraram genomas bacterianos menores e cada vez mais estáveis, mostrando que uma grande proporção dos genomas pode ser prontamente deletada sem afetar o crescimento e a sobrevivência das células. No E. coli, a redução de & gt15% do genoma foi alcançada pela exclusão de elementos transponíveis e genes derivados horizontalmente sem afetar significativamente o crescimento (Mizoguchi et al., 2007 Umenhoffer et al., 2010 Csörgo et al., 2012). Da mesma forma, as reduções do genoma também foram alcançadas em Schizosaccharomyces pombe e B. subtilis (Ara et al., 2007 Giga-Hama et al., 2007).

O chassi de produção microbiana durante a evolução acumulou muitos genes além daqueles essenciais para o crescimento e a sobrevivência, para suportar os desafios ambientais em constante mudança. Entre eles estão genes que não são essenciais ou mesmo prejudiciais para a produção industrial de compostos com valor comercial, como os genes que codificam enzimas que degradam o produto desejado, ou genes que codificam para vias biossintéticas de produtos indesejados que fazem o isolamento a jusante de o composto desejado exigindo (Fujio, 2007). Chassis de produção com genomas mínimos onde os genes desnecessários e prejudiciais foram deletados, portanto, provam ser ideais para a produção industrial de compostos comercialmente valiosos. As actinobactérias industriais Streptomyces avermitilis, com seu metabolismo endógeno especializado deletado, serve como um hospedeiro de produção eficiente para a expressão de genes biossintéticos exógenos. Através da expressão de uma amorfa-4,11-dieno sintase otimizada por códons, a produção de amorfa-4,11-dieno foi alcançada na cepa de genoma minimizada de S. avermitilis otimizado para produção de terpenóides (Komatsu et al., 2010).

Da mesma forma, uma cepa de genoma reduzido de S. cerevisiae is being generated by an international consortium of researchers under the Sc2.0 project (http://syntheticyeast.org/sc2-0/). The designer chromosome SynIII, which has approximately one-sixth of the base pairs of the wild-type chromosome III, was the first to be successfully generated, and yeast cells carrying either of the two chromosomes were phenotypically indistinguishable ( Annaluru et al., 2014). More recently, the consortium reported a highly modified strain with the genome reduced in size by nearly 8% ( Richardson et al., 2017). The genome-reduced yeast strain would be an ideal host for the introduction of large multi-gene biosynthetic pathways, such as that of the alkaloids, for the production of plant natural products.


What are the best plants to cultivate yeast from? - Biologia

by Tom Volk and Anne Galbraith

This month's fungus is Saccharomyces cerevisiae, the bakers' and brewers' yeast

For the rest of my pages on fungi, please click TomVolkFungi.net
For a special holiday treat, be sure to visit Fungi that are necessary for a merry Christmas

This month's fungus makes many of our holiday festivities even more festive in many ways, from the "spirits" of Christmas, to bread-making, to important scientific research. It's a very appropriate Fungus of the Month whether you're celebrating Christmas, Hanukkah, or Kwanzaa. Even its scientific name is festive, meaning "the sugar fungus of the beer."

The term "Yeast" is a morphological term that refers to a one-celled fungus. Most yeasts, including Saccharomyces reproduce by budding, where the daughter cells bleb off from a small pore in the side of the mother cell, as shown to the left. Sometimes the buds do not completely split off from the mother cells, and chains of yeast cells can be formed, as if to communicate with us. A few yeasts, like Schizosaccharomyces, the "splitting sugar fungus," reproduce by simple fission, where the mother cell divides through the center into two more or less equal parts.

Although most fungi are multicellular, growing as filaments called hyphae, there are about 500 species of yeasts in 60 genera, or about 1000 species of yeasts or yeast-like organisms. Some fungi are called yeast-like because they exist in yeast form for part of their life cycle, but can be hyphal for a significant portion of it. Most yeasts and yeast-like organisms are affiliated with the Ascomycota, but there are a significant number of Basidiomycota yeasts, including Cryptococcus neoformans (teleomorph Filobasidiella neoformans) There are even a couple species of Zygomycota yeasts. There are also many species of single-celled Chytridiomycota, but these are mostly internal parasites of plants, animals and other fungi and do not reproduce by budding or fission. Thus these single-celled chytrids, including Synchytrium, Batrachochytrium, e Physoderma are not called yeasts.

The world's most important yeast, Saccharomyces cerevisiae, has been a very useful fungus for humans for many millennia. To the right are the ruins of an ancient bakery atop Masada, in Israel overlooking the Dead Sea. TJV visited Masada in 2000 on a fungi collecting trip with Karen Wikler, Matt Rademaker, and Dan Czederpiltz. This was one of our side trips-- We weren't looking for fungi on Masada.

In bread making, the carbon dioxide is the more important of the two products, with the evolving gas causing the bread to rise. There is alcohol production, but the alcohol quickly evaporates on baking. In beer and wine-making, the alcohol is the important product, although the carbon dioxide may be used in beer and champagne. The same species, Saccharomyces cerevisiae, is used in both processes, but different strains (varieties) of the fungus are used. The bread making strain, for example, is genetically selected to produce more carbon dioxide and much less alcohol, while the opposite is true of the spirit-making strains. Thousands of years ago, naturally occurring yeasts "contaminated" some flour or drinks, and the results were pleasant for the people using the contaminated products. Eventually, people learned how to cultivate these fungi on purpose (even before they knew what they were) and to select the strains that would work best in their process using whatever materials were common in that region. This fermentation was probably discovered and re-discovered many times and has resulted in a wide variety of leavened foods, as well as an even greater variety of alcoholic beverages. Some of these natural yeasts are still used in sourdough starter, which actually contains a number of ecologically balanced micro-organisms in its own micro-ecosystem. Many wineries still use yeasts, including Saccharomyces ellipsoideus, that occur naturally on grapes. In fact, each type of alcohol product and alcohol maker has its own proprietary strains of yeasts, specially adapted and selected for that product.

In the olden days, you had to keep a fresh supply of yeast on hand if you wanted to bake bread or ferment beverages. Now you can go to virtually any grocery store in most parts of the world and buy freeze-dried yeast that can be ready to ferment in just a few minutes. Just add some warm water, a little bit of sugar or some source of carbohydrate, and it's ready to go. Tom Volk's mother always added a pinch of ginger to the mix, just for good luck. Maybe the yeast wasn't so reliable back in the olden days?

Saccharomyces cerevisiae has also been a very important genetic tool. It has been used in genetic studies for many decades. Since it is very small and unicellular, large numbers of the yeast can be grown in culture in a very small amount of space, in much the same way that bacteria can be grown. However, yeast has the advantage of being a eukaryotic organism, so the results of genetic studies with yeast are more easily applicable to human genetics. It reproduces abundantly and quickly, producing more haploid cells. They can also mate with an appropriate strain, later undergoing karyogamy and growing as a diploid. The diploid can undergo meiosis to form ascospores, recombinant haploid progeny unlike either parent. Mitosis and meiosis can be more easily studied in these organisms. Lee Hartwell, from the Fred Hutchison Cancer Research Center in Seattle, won the Nobel Prize in Medicine in 2001 for his pioneering work on the mitosis genes in S. cerevisiae. He shared the prize with R. Timothy Hunt and Paul M. Nurse of the Imperial Cancer Research in London, who work on another yeast, Schizosaccharomyces pombe. The genes they discovered and characterized in the yeast as a model organism have led to some important discoveries in fighting cancer in humans. Read more about the genes they discovered and offshoots of their work here.

S. cerevisiae was the first eukaryote to have its entire genome sequenced. See this page from Stanford for more about the yeast genome.

Most yeast species are not harmful to humans, but a significant number can act as pathogens, causing mycoses. The most common of these is Candida albicans, the cause of up to 90% of yeast infections in humans. Candida albicans is part of the normal flora (mycota) of the human body, but is usually kept in check by other fungi and bacteria. When conditions are disrupted by antibiotics or other sorts of treatments, Candida can begin to overgrow and cause problems. Cryptococcus neoformans another pathogenic yeast, famous for causing diseases of the nervous system, especially cryptococcal meningitis. Pneumocystis carinii is a leading cause of pneumonia in AIDS patients. There are also three dimorphic pathogens, Blastomyces dermatitidis, Histoplasma capsulatum, e Paracoccidioides brasiliensis, that can change from a mycelium to a yeast form in the body, thus evading the immune system. There are also a few yeasts that can produce mycotoxins that harm people if ingested. One such yeast is Debaryomyces, a yeast which you have probably seen, felt, and eaten. Have you ever taken hot dogs out of the freezer, and they felt slimy, but you ate them anyway? That's Debaryomyces causing the sliminess as it actually grows at freezing temperatures at high salt concentrations and produces a nasty mycotoxin that diffuses into the hot dogs. Better switch to macaroni and cheese.

This month's FOTM co-author is Anne Galbraith, one of my colleagues in the Department of Biology. She works on the genetics of cell division in Saccharomyces cerevisiae. Her research involves understanding the roles of two cell cycle genes, CDC7 e DBF4, in yeast meiosis using genetics, molecular biology, cell biology, and biochemistry. It is known that these genes help initiate DNA replication in mitotic cells, but no one knows what they do in meiosis! For additional information, visit her home page You can learn more about her research here.

We hope you learned something about Saccharomyces cerevisiae hoje. You should be thinking about how the yeast helps you to enjoy the holiday season, whether it be in leavened foods or in beverages. We expect you to discuss this page and Fungi that are necessary for a merry Christmas at your holiday dinners and celebrations. Be sure to tell your friends to visit. :) Happy Holidays!


Plant gene expression in bacteria and yeast - (Apr/21/2005 )

IMPORTANT!!!PLEASE HELP!
1.Do I need a full ORF of a gene of interest to express it in bacteria or yeast. What if I have an ORF but not the whole ORF of a gene?Is there any sense to check its expression?
2. Can I use pCRII-TOPO for this expression?
3. Can I use pYES2 vector for expression in E. coli?
4. Can I use DH5Alfa strain for these expression?
5. And if I would like to express my gene of interest in pYES2 in S. cerevisiae or pBluescript(or pCRIITOPO) in E. coli, should I have its start and stop codon?
6. What if between restriction cloning site and Start codon of my gene of interest there are

20 nucleotides, will that affect expression?
Sorry if you find these questions stupid or irritating, but I'm really interested in functional analysis of a plant gene in bacteria and yeast in order to check if it confers some stress and unfortunately I haven't got experience and knowledge in this subject, what's the saddest- I've got nobody who could help me:(
Thank you in advance!

1.Do I need a full ORF of a gene of interest to express it in bacteria or yeast. What if I have an ORF but not the whole ORF of a gene?Is there any sense to check its expression?

-> Let me try first!
for expression of a gene in both bacteria and yeast (low eukaryote) then you need a start and stop codon. For a bacteriai then the start codon can be ATG (for methionine) and for yeast then i think you need the same codon. For higher eukaryotes then you need Kozac sequence as the start codon. Stop codon can be one of the three codons which ones i can't remember. It is iokey if you don't add everything of your gene, but what is important is you have to have enough nucleotides so you don't affect the start and stop codon. Usually the vectors you use have added start and stop codon so you don't need to add them in your insert.

2. Can I use pCRII-TOPO for this expression?
->The vector you use must have expression signals that can be recognized by the host.

3. Can I use pYES2 vector for expression in E. coli?
->See above.

4. Can I use DH5Alfa strain for these expression?
-> i once used this E. coli strain for gene expression, but i don't know if you can use it.

5. And if I would like to express my gene of interest in pYES2 in S. cerevisiae or pBluescript(or pCRIITOPO) in E. coli, should I have its start and stop codon?
->if your vector have these sequences then you don't need to add to your insert, if they don't then you have to add in your insert.

6. What if between restriction cloning site and Start codon of my gene of interest there are

20 nucleotides, will that affect expression?

->you have to count that every 3 nucleotides account for an amino accid, so you have to make sure that they don't get into your insert.

Please, correct me if i am wrong.

Lord! I must have been very sleepy. I answered without thinking that it is plant gene you talk about.

Ur queries are answered here. Hope these will be of some use to u.

1.Do I need a full ORF of a gene of interest to express it in bacteria or yeast. What if I have an ORF but not the whole ORF of a gene?Is there any sense to check its expression?
REPLY : Its not necessary u need the full ORF to express ur gene in bacteria or yeast. You can use expression vectors with fusion tags to supplement whats lacking in ur gene of interest. Try pET32, pRSET, pGEX etc. pET32 is one of the easiest. U have N terminal and C terminal fusion tags in the vector. Just insert the gene in the MCs. doesnt matter if u dont have a stop codon or stop codon in ur insert. As long as ur gene is inserted in the right reading frame, u have a good chance of getting the right recombinant protein.

2. Can I use pCRII-TOPO for this expression?
REPLY : PCRII-TOPO is a cloning vector. It is not optimised for recombinant protein expression. Try pET, pRSET, pGEX vectors for expression in E.coli.

3. Can I use pYES2 vector for expression in E. coli?
This vector is meant for the inducible expression of recombinant proteins in S.cerevisiae. Yeast and bacterial expression vectors differ in their basic molecular biology. Its unlikely that this vector will be suitable for expression in bacteria.

4. Can I use DH5Alfa strain for these expression?
REPLY: You can use DH5 alpha for expression. (provided u use a compatible expression vector)

5. And if I would like to express my gene of interest in pYES2 in S. cerevisiae or pBluescript(or pCRIITOPO) in E. coli, should I have its start and stop codon?
REPLY : No need for the start and stop codons if u use a fusion vector like pET32. (ref to reply to question one for further details)

6. What if between restriction cloning site and Start codon of my gene of interest there are

20 nucleotides, will that affect expression?
REPLY : Generally this wont affect. But please consider the following points
a) If u are using an N terminal fusion vector ( U use the start codon of the N terminal fusion protein, and ur protein comes later - please make sure that there are no STOP CODONS (TAA, TAG or TGA , in frame between ur gene and the N terminal fusion tag.
If u are using the start codon of the gene of ur interest, please ensure that ur start codon is not placed too far away from the ribosomal binding site (RBS) due to the presence of the intervening sequences..

20 nucleotides, will that affect expression?
Sorry if you find these questions stupid or irritating, but I'm really interested in functional analysis of a plant gene in bacteria and yeast in order to check if it confers some stress and unfortunately I haven't got experience and knowledge in this subject, what's the saddest- I've got nobody who could help me:(
Thank you in advance!


What are yeast?

Most of us know yeast is a very helpful organism, especially with respect to baking, wine making, and brewing. However, what are yeast and why are they the focus of so much research?

Yeast are Fungi

Yeast are single-celled microorganisms that are classified, along with molds and mushrooms, as members of the Kingdom Fungi. Yeasts are evolutionarily diverse and are therefore classified into two separate phyla, Ascomycota or sac fungi and Basidiomycota or higher fungi, that together form the subkingdom Dikarya. Budding yeast, also referred to as “true yeasts”, are members of the phylum Ascomycota and the order Saccharomycetales. Such classifications are based on characteristics of the cell, ascospore, and colony, as well as cellular physiology.

Yeast are Single-celled, but with Cellular Organization Similar to Higher Organisms

Although yeast are single-celled organisms, they possess a cellular organization similar to that of higher organisms, including humans. Specifically, their genetic content is contained within a nucleus. This classifies them as eukaryotic organisms, unlike their single-celled counterparts, bacteria, which do not have a nucleus and are considered prokaryotes.

Natural Habitats

Yeast are widely dispersed in nature with a wide variety of habitats. They are commonly found on plant leaves, flowers, and fruits, as well as in soil. Yeast are also found on the surface of the skin and in the intestinal tracts of warm-blooded animals, where they may live symbiotically or as parasites. The common "yeast infection" is typically caused by Candida albicans. In addition to being the causative agent in vaginal yeast infections, Candida is also the cause of diaper rash and thrush of the mouth and throat.

Why Study Yeast?

Imagine an organism that grows quickly in a flask and whose DNA can be easily manipulated, but also provides insight into basic human biological processes, including disease. Yeast fits that description and is the focus of study for researchers all over the world, resulting in more than 50,000 published scientific articles describing yeast research!


What specific characteristics of yeast make it a “model organism” for study and the focus of so much research? Yeast are single-celled (unicellular) organisms, making them simple to study, but possess a cellular organization similar to that found in higher, multi-cellular organisms such as humans – that is, they possess a nucleus and are therefore eukaryotes, as described above. Most importantly, the similarity in cellular organization between yeast and higher eukaryotes translates to similarities in their fundamental cellular processes so discoveries in yeast frequently provide direct or indirect clues as to how biological processes work in humans.


Another important characteristic of yeast essential to their role as “model organisms” is the fact they are relatively easy to work with. Yeast replicate quickly and are easy to manipulate genetically. The doubling time for yeast (the time required for a cell to duplicate and divide itself) is about 90 minutes. In contrast, human cells growing in culture need about 24 hours to double. There are also well defined genetic methods for yeast that allow researchers to easily isolate mutants, cross them with other mutants or into other genetic backgrounds, and map the locations of genes. In fact, genetic maps constructed based on the genetic distance between genes gave researchers their first view of the genome and its organization, and were the culmination of genetic studies that date back to the first half of the twentieth century.


An accelerated pace of discovery was made possible after the baker's yeast (S. cerevisiae) genome, representing its complete set of genetic material, became the first eukaryotic genome to be sequenced back in 1996. It is smaller and more compact than the human genome (12 million base pairs and

6,000 genes, compared with 3 billion base pairs and

20-25,000 protein coding genes). Yet, comparisons of the genomes indicate that

31% of yeast genes are very similar to human genes and 20% of human disease genes have counterparts in yeast. In addition, yeast cells can exist either as haploids (one set of chromosomes) or diploids (two sets of chromosomes). Since haploids have only one copy of each gene and efficient breaking and rejoining of DNA strands (recombination), it is very easy to delete a specific gene in a haploid and observe the effects on the cell, or the “phenotype” of the deletion mutant. Diploid cells, on the other hand, make it possible to study essential genes (those required for growth and viability) by deleting one copy of the gene and making subtle changes in the other copy. Finally, with the information from the genome sequence an extensive toolkit of molecular reagents and genome-wide collections have been constructed, providing researchers with powerful means to study biological problems. If a yeast gene is known to be similar in DNA sequence to a human gene, studies in yeast can provide powerful clues as to the role of the related gene(s) in humans. Thus, the relative simplicity of studying cellular functions in yeast combined with its relevance to higher organisms makes it a very powerful “model organism” for study.

Yeast Life and Cell Cycles

Yeast typically grow asexually by budding. A small bud which will become the daughter cell is formed on the parent (mother) cell, and enlarges with continued grow. As the daughter cell grows, the mother cell duplicates and then segregates its DNA. The nucleus divides and migrates into the daughter cell. Once the bud contains a nucleus and reaches a certain size it separates from the mother cell. The series of events that occur in a cell and lead to duplication and division are referred to as the cell cycle. The cell cycle consists of four distinct phases (G1, S, G2 and M) and is regulated similar to that of the cell cycle in larger eukaryotes. As long as adequate nutrients such as sugar, nitrogen and phosphate are present yeast cells will continue to divide asexually.


Yeast cells can also reproduce sexually. Yeast cells exist as one of two different mating types, uma cells and alfa células. When cells of opposite mating types are mixed together in the lab or randomly come into contact in nature they can mate (conjugate). Before joining the cells change shape in a process called shmooing. The term 'shmoo' was coined based on its similarity in shape to that of a fictional cartoon character of the same name created back in the late 40's by Al Capp, appearing first in his comic strip L'il Abner. During conjugation the shmooing haploid cells first fuse and then their nuclei fuse, resulting in the formation of a diploid cell with two copies of each chromosome. Once formed, diploid cells can reproduce asexually by budding, similar to haploids. However, when diploid cells are starved of nutrients they undergo sporulation. During sporulation diploid cells undergo meiosis, a special form of cell division that reduces the number of chromosomes from two copies back to one copy. After meiosis the haploid nuclei produced in meiosis are packaged into four spores that contain modified cell walls, resulting in structures that are very resistant to environmental stress. These spores can survive long periods of time until conditions become more favorable, such as in the presence of improved nutrients, whereupon they are able to germinate and reproduce asexually. These different states, budding, conjugation and sporulation together make up the yeast life cycle.

Yeast growth and metabolism

When yeast cells are grown in rich carbon sources such as glucose they prefer to grow by fermentation. During fermentation glucose is converted into carbon dioxide and ethanol. Generally, fermentation occurs in the absence of oxygen, and is therefore anaerobic by nature. Even in the presence of oxygen yeast cells prefer to grow fermentatively and this is referred to as the Crabtree Effect after the biologist who discovered this preference. This form of growth is exploited in the making of bread, beer, wine and other alcoholic beverages. Although budding yeast cells prefer to grow by fermentation, when nutrients are limiting they are also able to grow by cellular respiration. During respiration cells convert glucose into carbon dioxide and water, consuming oxygen in the process, and resulting in the production of much larger amounts of energy in the form of ATP.

Historical Discoveries

Yeast has been used as an industrial microorganism for 1000’s of years. The ancient Egyptians used yeast fermentation to leaven bread. There is evidence of grinding stones, baking chambers and drawings of 4000-year-old bakeries. Archaeological digs have uncovered evidence in the form of jars containing the remains of wine that is 7,000 years old.


Yeast were first visualized in 1680 by Antoni van Leeuwenhoek using high quality lenses. However, he thought that these globules were starchy particles of the grain used to make wort, the liquid extract used in brewing, rather than fermenting yeast cells. In 1789, Antoine Lavoisier, a French chemist, contributed to our understanding of the basic chemical reactions needed to produce alcohol from sugarcane. By estimating the proportion of starting materials and products (ethanol and carbon dioxide) after adding yeast paste he concluded that two chemical pathways were used with two thirds of the sugar reduced to alcohol and one third to form carbon dioxide. However, at the time it was thought that yeast were merely there to initiate the reaction rather than being required throughout the process.


In 1815, Joseph-Louis Gay-Lussac, a French chemist, developed methods to maintain grape juice in an unfermented state and discovered that the introduction of ‘ferment’ (which contains yeast) was required to convert unfermented wort, demonstrating the importance of yeast for alcoholic fermentation. In 1835, Charles Cagniard de la Tour used a more powerful microscope to show that yeast were single celled and multiplied by budding. In the 1850s Louis Pasteur discovered that fermented beverages resulted from the conversion of glucose to ethanol by yeast and defined fermentation as "respiration without air". Near the end of the 1800s Eduard Buchner used cell-free extracts obtained by grinding yeast cells to detect zymase, the collection of enzymes that promote or catalyze fermentation and for this he was awarded the Nobel Prize in 1907.


Much of the pioneering work on yeast genetics was carried out by Øjvind Winge. He discovered that yeast alternate between haploid and diploid states and that yeast are heterothallic, as two strains are required to convert haploids to diploids (conjugation). He and his colleague Otto Laustsen devised techniques to micromanipulate yeast so they could be investigated genetically. With this technique, known as "tetrad analysis", a fine needle and a microscope are used to isolate a structure known as an ascus, which contains the four spore products or tetrad resulting from sporulation of a diploid. Once the ascus is isolated, the spores in the tetrad are teased apart and allowed to grow into colonies for genetic analysis. This pioneering work earned him the title ‘The Father of Yeast Genetics’. Some of this work was further clarified by Carl Lindegren, who elucidated the mating-type system in budding yeast, demonstrating the existence of Mat uma and Mat alfa cells, devised methods to carry our mass matings between cells of these mating types and used this knowledge to study the genetics of sugar utilization.


Since that time many other researchers have carried out groundbreaking research using budding yeast. Some of these researchers have been awarded the Nobel Prize for significant discoveries made during these studies, including: Dr. Leland Hartwell (2001) for the discovery of genes that regulate the cell cycle (co-winner with Paul Nurse and Tim Hunt) Roger Kornberg (2006) for his studies on the first step of gene expression, the means by which a genes DNA sequence is copied into messenger RNA (mRNA) Drs. Elizabeth Blackburn, Carol Greider and Jack Szostak (2009) for discovering and elucidating the genes and means by which cells protect chromosome ends or telomeres from being degraded and to Drs. Randy Schekman, James Rothman and Thomas Südhof (2013) for research on the machinery that regulates vesicular traffic. Most recently, Dr. Yoshinori Ohsumi was awarded the prize for his work on autophagy, which began with studies in yeast.

Commercial Applications

Yeast has long been considered to be the organism of choice for the production of alcoholic beverages, bread, and a large variety of industrial products. This is based on the ease with which the metabolism of yeast can be manipulated using genetic techniques, the speed with which it can be grown to high cell yields (biomass), the ease with which this biomass can be separated from products and the knowledge that it is generally recognized as safe (GRAS).


The budding yeast S. cerevisiae and other yeast species have long been used to ferment the sugars of rice, wheat, barley, and corn to produce alcoholic beverages such as beer and wine. There are two major types of brewing yeast, top-fermenting ale yeast and bottom-fermenting lager yeast. Top-fermenting yeast such as S. cerevisiae rise to the surface during fermentation and are used to brew ales, porters, stouts and wheat beers. Em contraste, S. pastorianus, (formerly known as S. carlsbergensis) is a bottom-fermenting yeast used to make lager beer. Lager yeasts grow best at lower temperatures. As a result they grow more slowly, produce less surface foam, and therefore typically settle to the bottom of the fermenter. Pilsners, Märzen, Bocks, and American malt liquors are all styles of lager beer. In modern brewing many of the original top fermenting strains have been modified to become bottom fermenters.


Yeast produce wine by fermenting sugars from grape juice (must) into ethanol. Although wine fermentation can be initiated by naturally occurring yeast present in the vineyards, many wineries choose to add a pure yeast culture to dominate and control the fermentation. The bubbles in champagne and sparkling wines are produced by a secondary fermentation, typically in the bottle, which traps the carbon dioxide. Carbon dioxide produced in wine production is released as a by-product. One yeast cell can ferment approximately its own weight in glucose per hour. Under optimal conditions S. cerevisiae can produce up to 18 percent, by volume of ethanol with 15 - 16% being the norm. The sulfur dioxide present in commercially produced wine is added just after the grapes are crushed to kill the naturally present bacteria, mold, and yeast.


Saccharomyces cerevisiae or baker’s yeast has long been used as a leavening agent in baking. Baker’s yeast ferment sugars present in dough, producing carbon dioxide and ethanol. The carbon dioxide becomes trapped in small bubbles in the dough, which causes the dough to rise. Sourdough bread is an exception, as it is not produced using baker's yeast, but is instead made with a combination of wild yeast and bacteria. O fermento Candida milleri is used to strengthen the gluten, and an acid-generating bacteria “Lactobacillus sanfranciscensis”, is used to ferment the maltose.


In addition to these traditional uses yeast has also been used for many other commercial applications. Vegans often use yeast as a cheese substitute and it is often used as a topping for products such as popcorn. It is being used in the petrochemical industry where it has been engineered to produce biofuels such as ethanol, and farnesene, a diesel and jet fuel precursor. It is also used in the production of lubricants and detergents. Yeast is used in the food industry for the production of food additives including colorants, antioxidants, and flavor enhancers. It is the often used in the production of pharmaceuticals including antiparasitics, anticancer compounds, biopharmaceuticals such as insulin, vaccines, and nutraceuticals. Yeast is commonly used in the production of industrial enzymes and chemicals. In the field of environmental bioremediation strains have even been exploited for the removal of metal from mining waste.

Application to Human Disease and Research

By virtue of the high degree of similarity between yeast genes and their human counterparts, and conserved fundamental cellular biology, yeast has become a popular model system for the study of human disease genes. Several approaches have been used to learn more about human genes once a connection between a human and yeast gene is made. In one approach, after a human disease-associated gene is discovered the sequence is compared to the sequences of all genes in the yeast genome to identify the most similar yeast gene(s). To study whether the genes are functionally related, the human gene is then expressed in a yeast stain where the yeast gene has first been inactivated by mutation. This allows researchers to determine whether or not the human gene is able to rescue viability, growth, or more specific defects associated with loss of the yeast gene, a method referred to as functional complementation. If the pathways and/or processes that a yeast gene is involved in are conserved, much can be learned about the function of the human gene based on what is already known about the related yeast gene. Once functional complementation has been established, researchers can use this system to further characterize the function of the related human gene product. Less directed approaches that often utilize high-throughput (HTP) techniques to randomly screen thousands of human genes at one time to identify gene or genes with complementing activity. Such approaches have successfully been used to identify conserved cell cycle regulators (CDC2), genes involved in cancer, and genes involved in neurodegenerative diseases.


There are many scenarios where studies can provide valuable information to researchers about the cellular pathways and/or processes a human gene is involved in when a related yeast gene is not present. For example, some neurodegenerative diseases like Alzheimer’s and Parkinson’s occur as protein aggregates called amyloid accumulate due to protein misfolding and this is toxic to neurons. Studying misfolded yeast proteins with similar amyloid forming potential, called prions, has provided researchers with insight into these neurodegenerative diseases. Alternatively, elevated expression of a disease-associated gene in yeast may result in a phenotype. For example, when expressed at high enough levels, alpha-synuclein, a gene associated with Parkinson’s disease, is toxic. Such a strain can then be used to screen for yeast genes or small molecules that suppress or enhance synuclein-induced toxicity, often providing clues about the relevant cellular pathways. Patients with Amyotrophic Lateral Sclerosis (ALS) or Lou Gehrig’s Disease, often have mutations in a couple of RNA binding proteins which makes them prone to form aggregates that interfere with RNA metabolism. A yeast screen has been used successfully to identify a number of yeast genes with similar properties (form toxic aggregates) providing researchers with new candidate genes to study. Conversely, when expressed in yeast the human RNA binding proteins form toxic aggregates and this strain was used to identify a yeast gene which when mutated blocks the production of these aggregates.


Yeast is becoming the organism of choice in studies aimed at the identification of drug targets and the mode of action of various drugs. Chemogenomics or chemical-genomics refers to the screens that use a combination of chemicals and genomics to probe drug targets and potentially identify novel drugs. Two main approaches have been used in these chemical-genomic studies. In the first, a genome-wide collection of diploid strains is constructed where one of the two identical copies of a gene is deleted, thereby lowering the levels of a particular gene product. Target genes and genes involved in the target pathway become more sensitive to the compound and are preferentially identified in this kind of screen. In a second approach, nonessential genes are systematically deleted and the collection screened with a drug to look for genes which buffer the drug target pathway. This approach is expected to identify genes required for growth in the presence of the compound. Additional approaches using overexpression screens have been used to identify genes involved in drug resistance including the potential drug target. Comparing the expression profile of yeast cells deleted for a gene to those of wild type yeast cells treated with a particular drug can also be an effective way to identify genes which may tell the researchers something about how the drug works in cells.


These are just a few examples of how yeast can be used both aid the study of human disease. Studies in yeast can help researchers learn more about the underlying biology using this model system, or to help them identify drug targets or the drugs mode of action.


UMA dependente variable is the measurement that changes in response to what you changed in the experiment. This variable é dependent on other variables hence the name! For example, in the plant growth experiment, the dependent variable would be plant growth.

You could measure this by measuring how much the plant grows every two days. You could also measure it by measuring the rate of photosynthesis. Either of these measurements are dependent upon the kind of light you give the plant.


Para este projeto de ciência, você precisará desenvolver seu próprio procedimento experimental. Use as informações na guia de resumo como ponto de partida. Se você quiser discutir suas idéias ou precisar de ajuda na solução de problemas, use o fórum Ask An Expert. Nossos especialistas não farão o trabalho para você, mas farão sugestões e oferecerão orientação se você vier a eles com perguntas específicas.

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