Em formação

9: Mudanças no número e estrutura do cromossomo - Biologia


Os capítulos anteriores descreveram os cromossomos como moléculas de DNA lineares simples nas quais os genes estão localizados. Por exemplo, seu maior cromossomo, o cromossomo 1, tem cerca de 3.536 genes. Para garantir que cada uma de suas células possua esses genes, o cromossomo tem características que permitem que ele seja transmitido durante a divisão celular. Origens de replicação encontrados ao longo de seu comprimento fornecem locais para o início da replicação do DNA, telômeros proteger cada extremidade do cromossomo, e um único Centrômero próximo ao meio fornece um local para os microtúbulos se fixarem e moverem o cromossomo durante a mitose e a meiose. Este capítulo examina: (1) mudanças no número de cromossomos inteiros e como eles afetam o fenótipo de um organismo e (2) mudanças no estrutura de cromossomos individuais e como eles afetam o emparelhamento meiótico. Exemplos humanos serão usados ​​para mostrar as consequências fenotípicas e métodos de detecção.

  • 9.E: Mudanças no número e estrutura do cromossomo (exercícios)
  • 9.S: Mudanças no número e estrutura do cromossomo (resumo)
  • 9.0: Mudanças no número do cromossomo
    Se algo der errado durante a divisão celular, um cromossomo inteiro pode ser perdido e a célula perderá todos esses genes. As causas por trás dessas anomalias cromossômicas e as consequências que elas têm para a célula e o organismo são o assunto desta seção.
  • 9.1: Mudanças na Estrutura do Cromossomo
    Se o cromossomo for alterado, mas ainda reter as três características críticas de um cromossomo (centrômeros, telômeros e origem de replicação), ele continuará a ser herdado durante as divisões celulares subsequentes, no entanto, a célula filha pode não reter todos os genes. Por exemplo, se um segmento do cromossomo foi perdido, a célula pode estar faltando alguns genes. As causas das anomalias estruturais dos cromossomos, que envolvem quebras no DNA que compõe o cromossomo.
  • 9.2: Anormalidades cromossômicas em humanos
    Para entender melhor as consequências, vamos considerar aquelas que afetam as pessoas. Como você deve se lembrar, os humanos são 2n = 46. A convenção ao descrever o cariótipo de uma pessoa (composição cromossômica) é listar o número total de cromossomos, depois os cromossomos sexuais e depois qualquer coisa fora do comum. A maioria de nós tem 46, XX ou 46, XY. O que se segue são alguns exemplos de número de cromossomos e anormalidades na estrutura dos cromossomos.
  • 9.3: Diagnosticando Anormalidades Cromossômicas Humanas
    Como podemos confirmar que uma pessoa tem uma anormalidade cromossômica específica? O primeiro método consistia simplesmente em obter uma amostra de suas células, corar os cromossomos com o corante Giemsa e examinar os resultados em um microscópio de luz. Cada cromossomo pode ser reconhecido por seu comprimento, a localização de seu centrômero e o padrão característico de faixas roxas produzidas pelo Giemsa.

Miniatura: (Wikipedia-Pmx-CC: AS)


9: Mudanças no número e estrutura do cromossomo - Biologia

Já aprendemos como os erros na mitose podem potencialmente levar ao câncer. Em que podem resultar os erros na meiose? Nesse resultado, aprenderemos o que acontece quando ocorrem erros no número do cromossomo.

Objetivos de aprendizado

  • Identifique um cariótipo e descreva seus usos na biologia
  • Identifique erros comuns que podem criar um cariótipo anormal
  • Identificar síndromes que resultam de uma mudança significativa no número de cromossomos

Variações estruturais em cromossomos | Genética

O ponto a seguir destaca os cinco principais tipos de variação estrutural nos cromossomos. Os tipos são: 1. Exclusão ou deficiência 2. Duplicações 3. Translocações 4. Inversões 5. Cromossomos B.

Digite # 1. Exclusão ou deficiência:

Uma deficiência significa deleção de uma pequena porção de um cromossomo, resultando na perda de um ou mais genes. A deficiência se origina da quebra que ocorre aleatoriamente em ambas as cromátides de um cromossomo (chamada de quebra de cromossomo), ou apenas em uma cromátide (quebra de cromátide).

A ruptura pode ser causada por vários agentes, como radiação, produtos químicos, drogas ou vírus, a qualquer momento durante o ciclo celular, seja nas células somáticas ou germinativas. Dependendo de sua localização, uma deleção pode ser terminal quando uma única quebra ocorre perto do final do cromossomo ou intersticial quando duas quebras ocorrem em uma porção intermediária do cromossomo.

Cada quebra produz duas extremidades brutas que podem se comportar de uma das três maneiras a seguir:

(a) Pode haver reunião das pontas quebradas chamada restituição para que a estrutura do cromossomo original seja restaurada

(b) As pontas quebradas não podem se unir dando origem a um segmento cromossômico sem um centrômero que é eventualmente perdido durante a divisão celular

(c) Se duas quebras simples ocorrem em dois cromossomos diferentes em uma célula, o segmento deletado de um cromossomo pode se unir com a extremidade quebrada bruta do outro cromossomo, isso é chamado de união de troca.

Destino de um fragmento excluído:

Se o fragmento não tiver um centrômero (acêntrico), então na metáfase ele não será capaz de se prender às fibras do fuso e se mover em direção a um pólo com outros cromossomos cêntricos. Ele permanecerá no centro da célula e não será incluído em nenhum dos dois núcleos filhos. Ele estará livre no citoplasma e, eventualmente, será perdido (Fig. 12.1). Desta forma, a célula perderá um ou mais genes contidos no fragmento deletado.

Uma célula diplóide possui um homólogo do cromossomo que perdeu um segmento. O segmento correspondente do homólogo intacto terá alelos dos genes que a célula perdeu. Diz-se que tal célula é heterozigótica para uma deficiência. Uma deficiência muito pequena no estado heterozigoto é viável, mas se homozigoto é letal. Quando uma deleção é grande, é letal mesmo no estado heterozigoto.

Se ocorrer uma deleção nas células da linha germinal, 50% dos gametas formados terão um cromossomo deletado e 50% dos gametas seriam normais. Isso resultaria em metade da prole com anormalidades fenotípicas relacionadas aos genes carregados em um pequeno fragmento deletado.

Se a deficiência ocorrer em um embrião em desenvolvimento, algumas células teriam cromossomos normais e outras células teriam a deficiência. Isso poderia produzir um indivíduo mosaico com dois fenótipos diferentes.

Detecção de Deficiência:

A ocorrência de uma deficiência pode às vezes ser inferida dos resultados de um cruzamento genético quando um fenótipo recessivo raro surge inesperadamente na progênie. Considere um cruzamento entre dois pais DD e dd, onde D controla a expressão dominante de um traço e d é o alelo recessivo. Espera-se que o F1 apresente a característica dominante e tenha o genótipo Dd.

Se, ao contrário, alguns indivíduos F1 apresentam o fenótipo recessivo, uma explicação poderia ser buscada na deleção do segmento cromossômico portador do gene D. Visto que outras interpretações também são possíveis, é melhor confirmar a ocorrência de deficiência a partir de um estudo citológico de os cromossomos conforme descrito abaixo.

As deficiências são melhor observadas em preparações de cromossomos homólogos pareados na prófase meiótica, seja em cromossomos de plantas de grande porte ou em cromossomos politênicos. Normalmente, durante o paquiteno, os cromossomos homólogos são intimamente sinapses em toda a sua extensão.

Se um dos homólogos for deficiente em um pequeno comprimento, a porção correspondente do segundo homólogo não tem nada com que emparelhar. Portanto, forma uma alça (Fig. 12.1), que é claramente visível nas preparações citológicas e é uma prova clara de que a deficiência ocorreu.

Suponha ainda que o segmento deletado carregue o gene dominante D. O alelo recessivo d ainda está presente no outro homólogo e se expressa mesmo na dose única porque o alelo dominante D, que normalmente o suprime, está ausente. Esse fenômeno, em que um único alelo recessivo se expressa na ausência do alelo dominante, é denominado pseudo-dominância.

Isso também explica os resultados do cruzamento descrito acima. A pseudo-dominância é semelhante à condição hemizigótica encontrada exclusivamente em homens, onde um gene recessivo ou um único cromossomo X é expresso. O efeito de pseudo-dominância é observado em genes autossômicos.

Devido ao fato de que deficiências podem produzir efeitos fenotípicos únicos e à facilidade com que podem ser identificadas pela formação de alças, são ferramentas citológicas importantes para o mapeamento de genes.

Em Drosophila, esse método foi usado para localizar vários genes no cromossomo politênico em faixas. Em geral, pode-se afirmar que cada banda representa um gene distinto. Como existem 5000 bandas em D. melanogaster, acredita-se que existam cerca de 5.000 genes nesta espécie.

As deficiências também produzem anormalidades fenotípicas no homem. A síndrome do choro do gato (cri-chat) em que o bebê chora como um gato é devido a uma deleção no braço curto do cromossomo 5. Uma deleção no braço longo do cromossomo 22 (Ph 1 ou cromossomo Filadélfia) leva a leucemia granulocítica crônica.

Em plantas, as deficiências não são facilmente transmitidas à progênie porque sua presença nos grãos de pólen em desenvolvimento leva à esterilidade do pólen. No entanto, eles foram observados em algumas plantas.

No milho, Creighton e McClintock descobriram que pequenas deficiências são viáveis ​​mesmo no estado homozigoto. Um tipo especial de quebra única ocorre através do centrômero de um cromossomo metacêntrico dando origem a dois isocromossomos com telômeros terminais. Esse evento também é chamado de divisão incorreta do centrômero (Fig. 12.2).

Digite # 2. Duplicações:

Uma duplicação envolve a ligação de um fragmento cromossômico, resultando na adição de um ou mais genes a um cromossomo. Sempre que houver uma duplicação em um cromossomo, haverá uma exclusão correspondente em outro cromossomo.

Os seguintes tipos de duplicações são conhecidos (Fig. 12.3: os diagramas são autoexplicativos):

O efeito fenotípico produzido por uma duplicação é ilustrado pelas fêmeas com X anexado em Drosophila. Considere essas moscas que são homozigotas para algumas características recessivas ligadas ao sexo. Verificou-se que quando uma mosca recebe um fragmento de um cromossomo X carregando o alelo de tipo selvagem de seu progenitor masculino, então apenas o fenótipo dominante é expresso.

Os alelos recessivos de um mesmo gene, embora presentes na condição homozigótica, não são capazes de se expressar. Evidentemente, a presença de um único alelo dominante em uma duplicação é suficiente para produzir o fenótipo de tipo selvagem.

A origem das duplicações pode ser atribuída ao cruzamento desigual durante a meiose. Normalmente, os cromossomos homólogos são emparelhados de maneira perfeita para que os locais idênticos fiquem exatamente opostos um ao outro.

O mecanismo garante que, após o cruzamento entre cromátides não irmãs, produtos de troca iguais sejam formados. Se os pares de cromossomos estiverem desalinhados, não será possível que a troca ocorra entre localizações exatamente opostas em duas cromátides.

Em vez disso, a troca ocorre entre pontos adjacentes em duas cromátides de modo que uma cromátide resultante tenha uma duplicação e a outra uma deleção. Essa troca é chamada de cruzamento desigual. Um gameta que recebe um cromossomo com uma duplicação será diplóide para alguns genes. Quando fertiliza um gameta normal, o zigoto terá três conjuntos desses genes que estão presentes no segmento duplicado.

Olhos de barra é uma característica dominante ligada ao X em mulheres de Drosophila, que fornece uma gama de fenótipos interessantes resultantes da duplicação. Em uma fêmea homozigótica de tipo selvagem, há um grande olho composto oval (sem barra) com cerca de 779 facetas.

O traço Barra reduz o olho a uma barra vertical com muito poucas facetas. Bridges analisou os cromossomos das glândulas salivares de Drosophila e descobriu que o gene Bar (B) estava presente em uma região designada 16A do cromossomo X.

Quando a banda na região 16A está presente em duplicata em um cromossomo X da fêmea (ou seja, heterozigoto para a duplicação B / X), isso resulta em um olho em forma de barra alongado, menor do que o tipo selvagem (+ / +) devido à presença de apenas 358 facetas.

Quando uma mulher é homozigótica para a duplicação (B / B), o olho em forma de barra é ainda mais reduzido em tamanho e tem 68 facetas. Se houver cruzamento desigual em uma fêmea homozigótica para Bar (B / B), isso resulta em uma cromátide onde a região 16A (locus Bar) está presente em triplicado, e a segunda cromátide com apenas um locus Bar.

Essa condição triplicada heterozigótica produz um fenômeno e tímido conhecido como ultra-bar (B u) com apenas 45 facetas. Se a condição triplicada se torna homozigótica (B U / B U), o resultado é um olho muito pequeno com apenas 25 facetas (Fig. 12.4). O cruzamento desigual também é responsável por uma rara hemoglobina humana conhecida como haptoglobina.

O locus Bar em Drosophila fornece uma explicação para o efeito de posição. De acordo com esse fenômeno, a expressão de um gene é alterada quando a posição do gene é fisicamente alterada. Citologicamente, uma duplicação é identificada pelo mesmo método como deficiência, uma vez que na condição heterozigótica o fragmento extra forma uma alça em um dos dois homólogos.

Tipo # 3. Translocações:

Às vezes, um segmento de um cromossomo se desprende e se une a outro cromossomo não homólogo. Esse rearranjo intercromossômico é chamado de translocação.

Os rearranjos são dos seguintes tipos (Fig. 12.5):

uma. Translocação Simples:

Uma única quebra ocorre em um cromossomo, e o fragmento quebrado é anexado ao final de outro cromossomo. No entanto, devido à presença de telômeros & # 8220 não pegajosos & # 8221 nas extremidades inteiras de um cromossomo, essa ligação terminal de um segmento não ocorre.

Neste tipo, três interrupções estão envolvidas. Duas quebras ocorrem em um cromossomo para produzir um fragmento intersticial. Este fragmento é inserido em um dos braços de outro cromossomo não homólogo no qual uma única quebra produziu duas extremidades & # 8220 pegajosas & # 8221.

c. Translocações recíprocas:

Estas são as translocações mais frequentes e amplamente estudadas. Uma única quebra ocorre em cada um dos dois cromossomos não homólogos, seguida por uma troca mútua dos fragmentos quebrados. Isso resulta em dois novos cromossomos, cada um com um segmento do outro cromossomo.

Raramente, duas quebras ocorrem em cada um dos dois cromossomos, seguidas pela troca de segmentos intercalares. Se o centrômero que contém o segmento de um cromossomo é unido à parte acêntrica do outro não homólogo, a troca é chamada de eucêntrica. Mas se duas peças cêntricas de dois não homólogos se juntam para formar um cromossomo dicêntrico, isso é chamado de aneucêntrico.

Na próxima divisão, o cromossomo dicêntrico formará uma ponte e o fragmento acêntrico será perdido. Portanto, as uniões de troca aneucêntricas são geralmente letais. As translocações recíprocas eucêntricas produzem gametas viáveis ​​se ambos os pares de cromossomos não homólogos trocarem segmentos.

A troca recíproca de segmentos não envolve perda de material genético. Há uma mudança qualitativa na sequência de genes que é transmitida durante a mitose e a meiose. As translocações recíprocas representam um grupo importante de aberrações estruturais intercromossômicas nos cromossomos.

d. Translocações múltiplas:

Às vezes, mais de dois pares de cromossomos não homólogos podem estar envolvidos em uma translocação, conforme observado em Drosophila e Oenothera. Em 1930, Stern estudou um sistema de translocação múltipla em Drosophila, no qual um segmento do cromossomo Y foi anexado ao cromossomo X. Ao mesmo tempo, ocorreu uma translocação recíproca entre o X e o cromossomo IV. Isso resultou em uma mulher com 9 cromossomos em vez de 8.

e. Meias translocações:

Quando o núcleo que contém dois cromossomos quebrados é pequeno, as pontas quebradas não são muito separadas no espaço e têm melhor chance de sofrer troca recíproca. Isso é verdade para o pequeno núcleo compacto na cabeça de um espermatozóide.

Nos oócitos, ao contrário, devido ao grande volume nuclear, a distância entre as extremidades quebradas dos cromossomos não homólogos pode ser tão grande que a chance de uma união de troca é relativamente pequena. Nesse caso, apenas uma união de troca pode ocorrer, deixando as outras duas pontas quebradas livres. Isso é chamado de meia translocação.

Citologia de translocações recíprocas:

Na translocação dos homozigotos, a meiose é normal, com formação bivalente regular no paquiteno. Na anáfase, o movimento para os pólos é normal e gametas viáveis ​​são produzidos. Ao contrário, na translocação o emparelhamento de heterozigotos é complicado devido aos segmentos que foram trocados entre cromossomos não homólogos.

Em vez de bivalentes, portanto, as configurações em forma de cruz de quadrivalentes são formadas na Metáfase I por causa da sinapsis entre segmentos homólogos. Essas figuras de intercâmbio são mais facilmente reconhecidas em espécies de plantas com grandes cromossomos.

Um heterozigoto de translocação tem dois cromossomos normais e dois cromossomos de intercâmbio. Seguir as regras de emparelhamento desses quatro cromossomos formará uma configuração de intercâmbio em forma de cruz, mostrada na Fig. 12.6. O destino dos cromossomos e o tipo de gametas que serão produzidos dependem da frequência e distribuição dos quiasmas.

A chance de que um ou mais quiasmas sejam formados em um determinado segmento depende de três fatores: o comprimento do segmento, a quantidade de troca em determinado organismo e as propriedades características do segmento relacionadas à formação do quiasma.

A formação de quiasma nos segmentos separados determina as frequências das diferentes configurações de metáfase. Por outro lado, a partir das últimas frequências, é possível estimar a chance de que cada segmento tenha um ou mais quiasmas, ou a intensidade do cruzamento no segmento.

Quando dois segmentos opostos na cruz têm um quiasma cada, isso resulta em dois bastonetes bivalentes. Se chaismata ocorrer em dois segmentos terminais adjacentes, um trivalente e um univalente são formados. No entanto, os quadrivalentes de anel e cadeia são as translocações mais comuns.

Às vezes, duas translocações recíprocas heterozigotas podem ocorrer na mesma célula. Quando há um cromossomo comum a ambos, um multivalente de cromossomos é formado (hexavalente). Quando duas trocas ocorrem nos mesmos dois cromossomos, pode ocorrer um quadrivalente.

É possível determinar se duas translocações compartilham ou não um cromossomo. Isso é feito criando um heterozigoto duplo e observando se dois quadrivalentes, um hexavalente ou um único quadrivalente são formados.Em plantas como cevada, Datura, milho, centeio e algumas outras, uma série de intercâmbios são conhecidos, envolvendo todos os cromossomos pelo menos uma vez.

Os cromossomos envolvidos em um intercâmbio podem ser determinados quando o intercâmbio é hibridizado sucessivamente com todos os intercâmbios da série, chamado de conjunto testador. Em um caso, um quadrivalente será observado na meiose - o intercâmbio conhecido e aquele a ser analisado têm ambos os cromossomos em comum.

Em dois casos, um hexavalente é formado (o intercâmbio conhecido e desconhecido compartilham um cromossomo) e nos casos restantes dois quadrivalentes são observados. Este é um método eficiente de determinar quais cromossomos estão envolvidos em um intercâmbio desconhecido.

Em cada um dos quatro braços do quadrivalente em forma de cruz, um quiasma é geralmente formado. Na diacinese, ocorrem dois eventos: repulsão entre homólogos causando sua separação e terminalização (movimento) de quiasmas em direção à extremidade distal dos braços. Na metáfase, portanto, a figura de intercâmbio torna-se orientada para formar um anel aberto ou uma configuração torcida em zigue-zague (Fig. 12.7).

No caso de o quiasma não se formar em um dos quatro braços, o complexo em forma de cruz se abre para formar uma corrente. O movimento anafásico dos cromossomos em direção aos pólos ocorre de uma das três maneiras diferentes descritas a seguir (Fig. 12.8).

uma. Segregação alternativa:

A orientação torcida garante a disjunção perfeita de modo que os cromossomos translocados 1 & # 8242 e 2 & # 8242 vão para um pólo e os cromossomos não translocados 1 e 2 vão para o outro pólo. Assim, todos os gametas restantes receberão um complemento completo de genes e darão origem a indivíduos viáveis.

b. Segregação Adjacente-1:

Isso ocorrerá na configuração de anel aberto em que um cromossomo translocado e um não translocado irão para o mesmo polo, desta forma os cromossomos 1 e 2 & # 8242 irão para um polo enquanto 1 'e 2 irão para o outro polo .

c. Segregação Adjacente-2:

Novamente na configuração de anel aberto, dois cromossomos homólogos 1 e 1 & # 8242 irão para um polo, os outros dois homólogos 2 e 2 & # 8242 irão para o outro polo. É evidente que ambos os tipos de segregação adjacentes darão origem a gametas com duplicações e deficiências que causariam semesterilidade. A proporção de gametas inviáveis ​​produzidos seria determinada pela frequência das células da linha germinativa com configuração de anel.

Em animais, os gametas com genomas de deficiência de duplicação são viáveis, mas o zigoto não sobrevive. As translocações homozigóticas podem dar origem a indivíduos viáveis ​​se os homólogos pareados apresentarem cruzamento e segregação normais na meiose.

O local na figura em forma de cruz onde ocorre o cruzamento é importante para estimar a esterilidade. Com relação ao cruzamento, cada braço tem um segmento intersticial distinto que fica entre o centrômero e o ponto de quebra da translocação, o segundo é chamado de segmento de emparelhamento que representa porções dos braços da cruz além dos segmentos intersticiais.

O cruzamento nos segmentos de emparelhamento não tem efeito sobre o padrão de segregação, pois apenas homólogos são trocados. Os arranjos de anel e ziguezague obtidos são, na verdade, devidos a cruzamentos nos segmentos de emparelhamento. Se o cruzamento ocorrer no segmento intersticial, as porções não homólogas são trocadas, levando à produção de gametas desequilibrados.

Métodos genéticos de detecção de translocações:

As translocações podem ser detectadas por meio de cruzamentos genéticos e observação da segregação de genes. Quando os heterozigotos de translocação são auto-procriados ou cruzados uns com os outros, a progênie é de três tipos: homozigotos normais, heterozigotos de intercâmbio e homozigotos de intercâmbio na proporção de 1: 2: 1 (Fig. 12.9 A, B).

Se houver duas translocações recíprocas em uma célula que não compartilham nenhum cromossomo, haverá segregação independente.

Mas se duas translocações compartilham um cromossomo comum, pode haver duas consequências:

(a) O mesmo homólogo do cromossomo comum está envolvido em ambas as translocações. Os gametas balanceados resultantes são de dois tipos, um com ambas as translocações e o outro sem nenhuma. A segregação alternativa é necessária para produzi-los. Assim, quando os heterozigotos são autofecundados, a progênie fica na proporção: 1 homozigoto para ambos, 2 heterozigotos para ambos e 1 homozigoto normal.

(b) Há um cromossomo compartilhado por duas translocações, mas aqui um homólogo está envolvido em uma, o outro homólogo na outra translocação, conforme indicado abaixo.

Isso acontece normalmente quando duas translocações formadas independentemente são combinadas em um indivíduo por hibridização. Aqui também apenas dois tipos de gametas são formados: um tipo tendo uma translocação e o terceiro cromossomo normal, o outro tendo a outra translocação e também um cromossomo dos três normais.

Quando os heterozigotos agora são autofecundados, eles produzem um homozigoto para uma translocação e também para um cromossomo normal, dois heterozigotos duplos e os tipos normais são formados devido ao cruzamento no segmento diferente.

As translocações afetam as relações de ligação entre os genes de duas maneiras:

(a) Na ligação homozigota é alterada, os genes no segmento translocado não estão ligados aos genes no cromossomo a que originalmente pertenciam, eles agora estão ligados a outros genes. O estudo desta mudança na ligação pode ser usado para detectar uma translocação e identificar o cromossomo envolvido.

(b) No heterozigoto de translocação, todos os genes em todos os cromossomos envolvidos estão ligados. Isso ocorre porque geralmente apenas gametas equilibrados participam da fertilização ou apenas zigotos equilibrados sobrevivem. Os gametas equilibrados surgem quando todos os cromossomos de intercâmbio ou todos os cromossomos normais estão presentes em um gameta.

A recombinação entre genes em cromossomos diferentes, ou seja, entre o gene e a translocação ocorre entre o ponto de interrupção de intercâmbio e o locus. A porcentagem de cruzamento entre um lugar geométrico e o ponto de quebra pode ser calculada. A translocação pode ser detectada em cromossomos mitóticos.

Os heterozigotos podem ser localizados a partir de multivalentes na meiose. Os dois tipos homozigóticos, o normal e o intercâmbio, não são distinguíveis um do outro, pois ambos produzem bivalentes. Um método mais fácil de identificar heterozigotos é por meio de sua semi-esterilidade. A análise mais simples entre o gene e a translocação usando heterozigotos pode ser feita por um teste cruzado que produz uma segregação 1: 1 para a translocação e também para o gene.

Translocação em Oenothera:

As várias espécies da planta Oenothera (Onagraceae) são heterozigotas para translocações múltiplas e apresentam anéis de cromossomos na meiose. Existem 14 cromossomos na célula diplóide, dos quais alguns ou todos podem estar envolvidos nas translocações.

Com base nisso, as espécies de Oenothera formam uma série gradativa. O. hookeri é diferente por ter 7 pares de cromossomos e nenhuma translocação. As outras espécies formam anéis de 6, 8, 10, 12 ou 14 cromossomos na meiose (Fig. 12.10). O. lamarckiana tem um anel de 12 cromossomos e um par bivalente. Em O. muricata, todos os 14 cromossomos se unem para formar um anel gigante. O. biennis mostra um anel de 8 e outro de 6 cromossomos.

Instâncias semelhantes de heterozigosidade de intercâmbio também são conhecidas em algumas outras plantas, como Rhoeo discolor (Commelinaceae), Isotonia (Lobeliaceae), Hypericum (Hypericaceae) e mais 6 gêneros da família Onagraceae além de Oenothera. É raro em animais.

Alguns gêneros de escorpiões como Isometrus, Buthus e Tityus mostram heterozigosidade de translocação e anel de cromossomos na meiose. Existem certos mecanismos genéticos que impõem heterozigosidade de translocação permanente em Oenothera. A citogenética de Oenothera foi elaborada extensivamente.

Digite # 4. Inversões:

As inversões ocorrem quando há duas quebras em um cromossomo e o segmento destacado é reinserido na ordem inversa. Eles são classificados em dois tipos, dependendo da inclusão ou ausência do centrômero no segmento invertido.

Assim, quando ambas as quebras ocorrem em um braço do cromossomo, isso leva a uma inversão paracêntrica quando ocorre uma quebra em cada um dos dois braços, o centrômero é incluído no segmento destacado e leva a uma inversão pericêntrica.

A meiose é normal em homozigotos de inversão. Em heterozigotos, o emparelhamento entre cromossomos homólogos é afetado na região do segmento invertido. Consequentemente, há uma supressão da recombinação e a fertilidade é prejudicada.

Inversões paracêntricas:

Este tipo de inversão é identificado no heterozigoto pela formação de uma alça de emparelhamento no paquiteno. Se o tamanho do laço for grande o suficiente, a formação de quiasma ocorrerá dentro dele. Quando um único quiasma se forma entre um segmento invertido e um normal, as duas cromátides envolvidas produzirão uma cromátide dicêntrica e um fragmento acêntrico após a troca (Fig. 12.11). Os outros dois cromossomos estarão normais.

Na anáfase I, o cromossomo dicêntrico será puxado para os dois pólos, formando uma ponte que acabará se quebrando. O fragmento acêntrico devido à sua incapacidade de se mover seria eventualmente perdido.

Conseqüentemente, dos quatro gametas resultantes, dois seriam normais e dois deficientes em segmentos cromossômicos. Em plantas, os gametas deficientes não são viáveis ​​(grãos de pólen deficientes geralmente abortam e não funcionam). Em animais, esses gametas participam da fertilização, mas o zigoto ou o embrião são abortados.

Em um indivíduo heterozigoto para uma inversão paracêntrica, portanto, descendentes viáveis ​​são produzidos apenas por duas das quatro cromátides que não tiveram formação de quiasma entre elas na região da alça.

Em cada cromátide, a sequência do gene no segmento de inversão será do tipo parental não recombinante. Consequentemente, nenhum dos descendentes seria recombinante para genes presentes no segmento invertido. Desta forma, uma inversão paracêntrica suprime a recombinação em toda a sua extensão.

Em alguns insetos e em Drosophila, indivíduos heterozigotos para uma inversão não apresentam redução na fertilidade. Na verdade, as inversões paracêntricas ocorrem com freqüência em populações naturais de Drosophila. Existem duas explicações para isso. Um é a ausência de cruzamento na meiose masculina.

A segunda é a ocorrência de quatro produtos da meiose feminina em ordem linear, dos quais os dois núcleos do ovo do meio têm a deficiência e os dois núcleos periféricos são funcionais e fertilizados. Eles produzem descendentes viáveis ​​do tipo parental.

Inversões Pericêntricas:

Em um indivíduo heterozigoto para uma inversão pericêntrica, o centrômero está presente dentro da alça. Quando a formação do quiasma ocorre dentro do segmento invertido, as cromátides resultantes após a troca não formam um fragmento dicêntrico e acêntrico como em um heterozigoto de inversão paracêntrico.

Em vez disso, eles têm um centrômero cada, mas são deficientes para alguns segmentos, enquanto outros segmentos são duplicados (Fig. 12.12). Os segmentos de troca produzem gametas e descendentes inviáveis. Como no caso das inversões pericêntricas, as duas cromátides não envolvidas no cruzamento produzem apenas descendentes viáveis ​​com combinação parental de genes presentes no segmento invertido.

Devido à supressão da recombinação, os genes presentes no segmento invertido segregam como uma única unidade chamada supergene dentro de uma população. As inversões são fáceis de identificar nos cromossomos politênicos bandados de larvas de Drosophila e foram extensivamente estudadas.

Tipo # 5. Cromossomos B:

Além do complemento cromossômico normal, várias espécies de plantas e animais têm cromossomos extras chamados cromossomos B (o complemento normal nesses casos é denominado A). Eles são menores do que os cromossomos A, não se emparelham com nenhum cromossomo A durante a meiose e, aparentemente, não desempenham nenhuma função vital no organismo.

No entanto, eles persistem na população sem conferir quaisquer vantagens óbvias. Seu número é variável dentro das espécies e entre os indivíduos de uma população; em outras, eles podem estar ausentes.

Como não são necessários para o crescimento e reprodução normais, foram considerados geneticamente inertes e dispensáveis. No entanto, o trabalho recente com milho e centeio mostrou que eles têm alguns genes ativos e desempenham certas funções.

Os cromossomos B foram amplamente estudados em plantas de Zea mays (milho) e Secale cereale (centeio). Eles se comportam de forma anormal durante a divisão mitótica nos grãos de pólen uninucleados, o que dá origem a uma pequena célula generativa e uma grande célula vegetativa. Na anáfase da mitose, as cromátides filhas dos cromossomos B não conseguem se separar, embora os centrômeros tenham se dividido.

Devido à não disjunção, ambas as cromátides movem-se juntas em direção ao pólo que forma o núcleo gerador. Mais tarde, quando o núcleo gerador se divide para formar dois gametas masculinos, os cromossomos B segregam normalmente. Há fertilização preferencial de óvulos por gametas masculinos que carregam cromossomos B.


Resultados

Identificação de pares de genes ohnólogos no ancestral Amniota genoma

Inferimos a partir de árvores de genes de Ensembl (versão 69) que 19.786 genes existiam no ancestral Amniota genoma, o ancestral de pássaros, répteis e mamíferos (326 milhões de anos). Usamos AGORA (Algoritmo para Reconstrução de Ordem de Gene em Ancestrais) [18] para ordenar e orientar esses genes como eles estavam no Amniota genoma (arquivo adicional 1: Figura S1). Esta reconstrução in silico é composta por 470 segmentos, com 50% dos genes em segmentos maiores que 253 genes (comprimento N50). Em seguida, selecionamos os 56 segmentos de tamanho de cromossomo maiores que 50 genes como um conjunto inicial de regiões ancestrais contíguas (CARs significam comprimento de 256 genes do CAR, 12.134 genes no total) para identificar regiões duplicadas.

Ohnologs resultantes dos 1R-2R WGDs são a chave para identificar pares de segmentos de cromossomos duplicados. Identificamos pares de genes ohnólogos putativos diretamente no reconstruído Amniota genoma usando árvores gênicas para datar sua duplicação, garantindo que cada membro de um par pertença a um CAR diferente (consulte a seção "Métodos"), resultando em uma "Lista A" contendo 5616 ancestrais Amniota pares ohnolog. Dois estudos anteriores também identificaram ohnologs dos dois WGDs, nos genomas humanos e de outros vertebrados, usando sintenia conservada e similaridade de sequência. Usamos árvores de genes Ensembl para converter identificadores de genes existentes desses estudos em seus ancestrais Amniota identificadores de genes. A primeira lista estabelecida por Makino e McLysaght [8] e doravante chamada de “Lista B” contém 4870 ancestrais Amniota pares de genes. O segundo estudo de Singh et al. [9] estabeleceu três níveis de confiança (estrito, intermediário e relaxado) para definir ohnologs. Seguindo esses critérios, definimos três listas adicionais contendo respectivamente 2873 (Lista “C-estrito”), 5253 (Lista “C-inter”) e 7806 (Lista “C-relax”) ancestral Amniota pares ohnolog.

A soma das listas A, B e C-relax mostra apenas 25% dos genes em comum (Fig. 2a), mas mostramos abaixo que as três listas, no entanto, suportam a hipótese 1R-2R. Nesse cenário, cada cromossomo original é duplicado em dois cromossomos de quatro cópias, portanto, forma tétrades em que cada um possui três contrapartes ohnólogas. Testamos se os pares de CARs compartilham mais ohnologs do que o esperado se forem distribuídos aleatoriamente usando cada uma das cinco listas de ohnologs (teste de proporcionalidade, consulte a seção “Métodos”). Mostramos que, em todos os casos, as CARs são onólogas a três outras CARs em média (Arquivo adicional 1: Figura S2). Apesar de suas diferenças, todas as listas, portanto, apóiam a hipótese 1R-2R, justificando a construção de uma lista de consenso melhorada de ancestrais Amniota pares ohnolog usando todas as cinco listas. Começamos a partir da interseção das listas A, B e C-strict como o subconjunto mais confiável (1273 pares de ohnologs) e gradualmente o estendemos adicionando pares de genes de subconjuntos de confiança mais baixa (pares de genes que cruzam menos listas ou listas que incluem C-inter e C-relaxado Fig. 2b). Nesse processo, garantimos que a lista crescente permanecesse compatível com a hipótese 1R-2R: um par nunca poderia ser incluído se os dois genes pertencessem a duas árvores filogenéticas diferentes (ou seja, os dois genes duplicados em um par devem descender de um comum gene ancestral) e todos os ohnologs dentro de uma árvore filogenética, quando arranjados em pares, não podem ligar mais de quatro CARs (uma tétrade Fig. 2b e Arquivo adicional 1). Este processo incremental (arquivo adicional 2: Tabela S5) resultou em uma lista de 8184 genes ohnólogos, formando 7.441 pares ohnolog agrupados em 2973 famílias ohnolog, cada família em princípio correspondendo a um gene pré-1R (arquivo adicional 3, 4 e 5 respectivamente para a lista de genes ohnolog junto com seus descendentes humanos, a lista de pares de ohnolog e a lista de famílias de ohnolog).

Identificação de pares de ohnolog no ancestral Amniota genoma. (uma) Comparação entre cinco listas de pares de ohnolog em Amniota. À esquerda: um diagrama de Venn dos conjuntos de pares de ohnolog de cinco listas: lista A (este estudo), lista B [8] e as três listas C [9]. Os números de pares nas interseções das listas são indicados. À direita: um diagrama de Venn dos conjuntos de genes ohnolog das mesmas listas acima. A sobreposição entre as listas de genes ohnolog é maior do que entre as listas de pares porque as últimas contêm pares diferentes entre os mesmos genes. Por exemplo, dois pares G1-G2 e G1-G4 estão em listas diferentes (sem sobreposição entre as listas), mas o gene G1 é comum a ambas as listas (sobreposição de 1 gene, ver (b) para uma ilustração gráfica). A superfície dos círculos e sua interseção são aproximadamente proporcionais ao número de pares de genes ou genes de cada lista. (b) Exemplo esquemático de seleção de par ohnolog. Etapa 1: da lista inicial de 1273 pares de genes (área preta no diagrama de Venn), 2 pares envolvem 3 genes G1, G2 e G3, cada um em um CAR diferente. Passo 2: pares de uma nova sub-lista são considerados, um novo par de genes G1-G4 é adicionado à rede. Gene G4 está em um quarto CAR. Passo 3: Uma nova lista é considerada, um novo par é identificado (G4-G5), mas G5 está em um quinto CAR, então o par G4-G5 é descartado. Passo 4: uma nova lista é considerada, um par G4-G3 de suporte à rede é identificado

Esta lista de pares de ohnolog é de alta qualidade por vários motivos. Em primeiro lugar, é baseado no conteúdo e na sintaxe do gene no ancestral reconstruído Amniota que está 326 milhões de anos mais perto dos eventos 1R-2R do que os genomas existentes e, portanto, as assinaturas dos eventos 1R-2R são lidas com maior precisão. Em segundo lugar, esta lista obedece a uma regra de compatibilidade 1R-2R, ou seja, nenhuma família de genes ohnólogos conecta mais de quatro CARs. Terceiro, os pares ohnólogos são todos filogeneticamente consistentes no sentido de que ambos os genes em um par sempre pertencem à mesma árvore de genes Ensembl. Quarto, os dois genes de um par podiam estar no mesmo CAR somente se ≥ 90 genes os separassem para evitar inclusões espúrias de genes duplicados em tandem.

Identificação de CARs duplicados pós-2R

Usando nossa lista aprimorada de pares de ohnolog, nós manualmente dividimos, montamos e agrupamos ancestrais Amniota CARs para convertê-los em uma configuração o mais próxima possível do cariótipo pós-2R. No cenário mais simples, os CARs pós-2R devem formar prontamente tétrades de quatro CARs ohnólogos, cada um correspondendo a um cromossomo pré-1R. No entanto, os rearranjos cromossômicos entre 1R e 2R, entre 2R e Amniota, e reconstrução incompleta ou incorreta de CARs concorrem para interromper esse padrão ideal. Começamos com os 56 maiores CARs e aplicamos o teste de proporção para identificar CARs que compartilham um número significativo de genes ohnólogos conforme descrito acima (ou seja, CARs ohnólogos). Identificamos grupos de pelo menos três CARs, todos significativamente ohnologous em pares (p valor & lt 5,10 −2, Bonferroni ajustado). Estes foram completados em tétrades (ou seja, quatro CARs todos significativamente ohnólogos uns aos outros), incluindo CARs menores e / ou CARs em limiares de significância mais baixos. Também fundimos CARs que mostraram evidências de pertencer ao mesmo Amniota cromossomo (Tabela 1), porque eles foram fundidos em reconstruções AGORA alternativas usando diferentes conjuntos de parâmetros, e / ou eles mostraram homologias idênticas para Amniota genomas descendentes (humano ou frango Fig. 1). Além disso, os CARs mesclados precisavam ser significativamente ohnólogos a pelo menos um CAR em comum em uma tríade e não mostrar nenhuma enologia significativa entre si. Também dividimos CARs que mostraram, ao longo de seu comprimento, uma interrupção em sua distribuição de ohnologs e interrupção de suas homologias para cromossomos de frango, humano, gar manchado ou medaka (Fig. 1). Finalmente, confirmamos a fusão de CARs usando homologias com espécies de grupos externos, como o gar manchado ou o medaka (Fig. 1, consulte a seção “Métodos”).

A resolução de CARs em tétrades é muito mais clara após esta conversão de Amniota CARs para uma configuração pós-2R, especialmente em comparação com cromossomos humanos (Fig. 3a). O teste de proporcionalidade vincula cada curadoria Amniota CAR em média para 3 outros CARs quase independentemente de qualquer p limite de valor, enquanto os cromossomos humanos são muito mais sensíveis ao p limite de valor. De fato, no genoma humano, a média esperada de três parceiros por cromossomo é alcançada apenas em um p valor de 1,10-09 (Fig. 3b), um limite rigoroso onde 7 cromossomos humanos não podem ser atribuídos a um tétrade. Um exemplo de construção de uma tétrade e montagem de CARs é detalhado na Fig. 3c. Identificamos três CARs significativamente ohnólogos agrupados em uma tríade (CARs 73, 117, 250). Dois CARs adicionais (256 e 137) mostram uma tecnologia significativa para o CAR 250. A tétrade foi concluída com a adição de um CAR menor (CAR 82), que foi vinculado a quatro dos cinco CARs iniciais com significante, mas superior p valores (arquivo adicional 6). Então, dos cinco CARs iniciais, três cumpriam as condições de serem montados em um único CAR maior (CARs 117, 137, 256): eram onólogos aos CARs em comum, mas não eram onólogos entre si, e o AGORA fundiu os CARs 117 / 137 e CARs 137/256 juntos ao usar uma versão mais recente do Ensembl (versão 84). Além disso, os três CARs mapeiam para os mesmos cromossomos de galinha e gar manchado, sugerindo fortemente que eles derivam do mesmo cromossomo de seus cromossomos comuns Vertebrata antepassado. Finalmente, todos os três CARs montados, quando mapeados no genoma medaka (um peixe teleósteo que passou por um WGD adicional [19]), são ortólogos para os mesmos dois cromossomos medaka (13 e 14 Arquivo adicional 6).

Organização dos ancestrais Amniota CARs em tétrades (uma) Gráfico de Circos [45] mostrando os pares de ohnologs envolvendo cada um dos quatro cromossomos (Homo sapiens) ou CARs (Amniota) da tétrade carregando os genes Hox (Tétrade 1 em D). Os pares de ohnologs no genoma humano eram descendentes daqueles de Amniota (6121 pares de ohnologs humanos vs. 7441 pares de ohnologs amniote). O agrupamento tétrade Hox humano é composto principalmente pelos cromossomos humanos 2, 7, 12 e 17. O Amniota O tétrade de cluster Hox é composto por CARs 108, 24, 99 e 6_39_140. Um par ohnolog é representado (linhas verdes) entre dois Amniota CARs ou dois cromossomos humanos se pelo menos um dos dois genes do par cair em um cromossomo / CAR da tétrade. o Amniota Hox CARs estão envolvidos em 634 pares, enquanto o humano Hox os cromossomos estão envolvidos em 2.171 pares de ohnologs. Esta figura mostra que a reconstrução de Amniota ancestral exibe uma imagem mais clara do 1R-2R do que o genoma humano. (b) Parceiros Ohnolog por CAR / cromossomo no Amniota (esquerda) e genomas humanos (direita). Cada boxplot mostra a distribuição do número de CARs (Amniota) ou cromossomos (humanos) considerados ohnólogos para um determinado CAR / cromossomo pelo teste de proporcionalidade. o x-eixo mostra o Bonferroni ajustado p limites de valor usados ​​para selecionar cromossomos / CARs ohnólogos. Os triângulos indicam o número médio de parceiros. o Amniota genoma mostra uma distribuição clara e estável de três parceiros por CAR em uma ampla gama de p valores, como esperado após dois WGDs onde os cromossomos são agrupados em tétrades. Em contraste, a distribuição em Homo sapiens mostra isso extremamente baixo p valores limiares devem ser usados ​​para atingir a média esperada de três parceiros, justificando a fragmentação do genoma humano conforme descrito em [6]. (c) Exemplo de como um grupo de CARs significativamente ohnólogos foi analisado para formar a tétrade 3. Setas pretas de duas pontas (p valor & lt 5,10 −2 após o ajuste de Bonferroni) representam a saída bruta do teste de proporção, mostrando CARs com relações tecnológicas significativas. CARs 73, 117 e 250 formam uma tríade de CARs mutuamente ohnologous. As linhas pontilhadas são relações nãoólogas adicionais que são suportadas sem o ajuste de Bonferroni. Os números em preto indicam CARs de pelo menos 50 genes, enquanto CARs menores (& lt 50 genes) estão em cinza. Evidências adicionais (ver texto) foram usadas para completar a tétrade. (d) Dezessete tétrades compostas por 51 CARs. CARs são numerados arbitrariamente e são unidos por sublinhados em uma ordem arbitrária quando montados. As letras “a” ou “b” indicam que o CAR foi dividido em dois segmentos (CARs 5 e 118) como parte da conversão para um cariótipo pós-2R (ver texto) e um CAR está presente duas vezes em duas tétrades diferentes (CAR 10_240_2) para facilitar a representação (formas em amarelo claro)

Identificamos duas fusões cromossômicas pós-2R que exigiam uma divisão de dois Amniota CARs em dois sub-CARs cada (CARs 5 e 118), e identificamos três prováveis ​​erros de montagem que exigiram a divisão de três CARs (CARs 40, 46 e 97). Também realizamos 23 montagens de CAR (Tabela 1), terminando com um conjunto final de 51 CARs editados para representar mais de perto sua configuração pós-2R. As relações tecnológicas entre CARs com base em p os valores do teste de proporção conectaram os 51 CARs em 17 tétrades (Fig. 3d). O procedimento passo a passo preciso que seguimos para dividir ou montar CARs e agrupá-los em tétrades é detalhado no arquivo adicional 1, incluindo o arquivo adicional 1: Figura S7B a S14B.

Evolução do cromossomo entre as duplicações do genoma inteiro 1R e 2R

As 17 tétrades compostas por 51 Amniota Os CARs não são todos disjuntos: alguns compartilham um ou dois CARs em comum, refletindo eventos cromossômicos entre o 1R e o 2R, e após o 2R. Identificamos esses eventos estabelecendo primeiro cenários teóricos correspondentes a cada configuração. Uma única tétrade disjunta implica um cenário evolutivo simples sem qualquer grande rearranjo cromossômico entre os dois WGDs (Fig. 4a). Duas tétrades adjacentes, no entanto, podem ser explicadas por um de dois cenários, cada um com o mesmo grau de parcimônia: um cromossomo pós-1R descendo de um único cromossomo pré-1R foi quebrado (uma fissão), ou dois cromossomos pós-1R, cada descendente de cromossomos pré-1R separados, foram mesclados (uma fusão Fig. 4b). Como observado anteriormente [20, 21], uma espécie de grupo externo não duplicado seria útil para discriminar entre as duas configurações ancestrais possíveis. No entanto, dos dois grupos externos mais próximos aos vertebrados (Fig. 1), nenhum tunicado (por exemplo, espécies do Ciona grupo) nem cefalocordados (por exemplo, o anfioxo Branchiostoma floridae) [7, 22] são adequados para esse fim. Os primeiros são muito divergentes para identificar homologias cromossômicas claras e o genoma de B. floridae é muito fragmentado para ser informativo. Para contornar esse problema, usamos uma reconstrução publicada anteriormente de 17 grupos de ligação de cordas (CLG) (arquivo adicional 1: Figura S15), que são grupos de genes humanos descendentes do mesmo cromossomo cordado ancestral [7]. Este proto-cariótipo reconstruído precede os eventos 1R-2R em menos de 50 milhões de anos e está localizado a uma distância evolutiva muito menor do Vertebrata ancestral do que o genoma do anfioxo existente (Fig. 1).

Modelos de cenários evolutivos. (uma) Um único cenário evolutivo explica a formação de uma única tétrade disjunta de CARs ohnologous. (b) Dois cenários evolutivos igualmente possíveis podem explicar como CARs ohnólogos podem formar duas tétrades adjacentes: uma fissão ou fusão de cromossomos poderia ter ocorrido entre os 2 WGDs. Em cada caso, os cromossomos B e D possuem duas partes distintas (cinza escuro e cinza claro) homólogas a conjuntos distintos de cromossomos. B e D são, portanto, comuns a duas tétrades. (c) Uma fusão cromossômica após os dois WGDs explica como duas tétrades podem ser unidas por meio de um único CAR

Notavelmente, cada CLG foi associado a uma tétrade CAR predominante (Arquivo adicional 1: Figura S16). Consequentemente, todas as sete tétrades adjacentes resultam de fusões cromossômicas entre os WGDs 1R e 2R. Na verdade, uma fissão cromossômica teria dividido o conteúdo do gene de um CLG em duas tétrades diferentes (Fig. 4b). A propósito, também encontramos evidências de uma fusão cromossômica entre o ancestral cordado e o 1R, porque mais de 75% dos genes de CLGs 6 e 7 têm seus descendentes em uma única tétrade (tétrade 14 Arquivo adicional 1: Figura S16 e arquivo adicional 7 ) Por outro lado, não poderíamos atribuir com segurança o tétrade 13 a um CLG, provavelmente porque é um pequeno tétrade. Concluímos, portanto, que o cariótipo pré-1R compreendia 17 cromossomos, duplicados em 34 cromossomos após o primeiro WGD e seguido por sete fusões. Os 27 cromossomos resultantes foram duplicados no segundo WGD levando a 54 Vertebrata cromossomos, na origem de aproximadamente 60.000 espécies existentes de vertebrados.

Evolução do cromossomo após o 2R

Este cariótipo foi seguido por fusões cromossômicas adicionais em diferentes estágios após o 2R WGD. Quatro fusões seguiram o cenário descrito na Fig. 4c, onde um único CAR une duas tétrades (CAR 5, CAR5a_152, CAR3_22, CAR 10_240_2 Fig. 3d). Eles podem ser datados para o período entre o 2R WGD e o Euteleostomi ancestral por causa de suas homologias com os genomas descendentes e externos. Por exemplo, CAR_10_240_2 é homólogo a um único cromossomo de galinha (GG4), um único cromossomo humano (cromossomo X) e um único cromossomo gar manchado (LG7), que é o mais parcimoniosamente consistente com uma situação em que este CAR já era um único cromossomo em Euteleostomi, o ancestral comum dessas três espécies. Uma quinta fusão pode ser datada do período entre Euteleostomi e Amniota: CAR 118 é comum a duas tétrades, mas embora seja homólogo a um único cromossomo de galinha (GG1), uma interrupção da sintenidade no genoma gar manchado e uma interrupção no padrão DCS no genoma de medaka são consistentes com uma fusão na linhagem levando a Amniota.

Contabilizando essas fusões, os 54 cromossomos no pós-2R Vertebrata levou a um Eueteleostomi cariótipo de 50 cromossomos (4 fusões) e para um Amniota cariótipo de 49 cromossomos (1 fusão Fig. 5 e arquivo adicional 1). Um servidor Genomicus dedicado [23] fornece uma interface gráfica para comparar e analisar os genomas apresentados neste trabalho (Arquivo adicional 1: Figura S17 http://genomicus.biologie.ens.fr/genomicus-69.10/).

História evolutiva reconstruída de cariótipos de Chordata para Amniota. À direita, uma árvore simplificada de espécies da Chordata é mostrado, com eventos WGD representados por estrelas vermelhas. As oito linhagens representadas da esquerda para a direita são mamíferos, pássaros, peixes teleósteos, peixes holostoceanos (gar), peixes cartilaginosos, ciclostomos (lampreia, hagfish), tunicados (ciona) e cefalocordados (anfioxus). À esquerda, cariótipos reconstruídos sucessivos são mostrados, com uma cor para cada um dos 17 cromossomos pré-1R. O comprimento de cada cromossomo pré-1R é proporcional ao seu número de genes. Para os 17 grupos de ligação de cordas (CLGs) de [7], o tamanho do segmento colorido é proporcional ao número de genes que são encontrados na interseção do CLG com um cromossomo pré-1R, embora os segmentos correspondam a & lt 10% do número de genes do CLG foram omitidos para maior clareza (arquivo adicional 1: Tabela S7). O cariótipo entre 1R e 2R foi deduzido do cariótipo pré-1R e as sete fusões de cromossomos são mostradas com linhas curvas roxas unindo os cromossomos fundidos. o Euteleostomi cariótipo foi deduzido do Vertebrata cariótipo após quatro fusões cromossômicas (arquivo adicional 1). Os comprimentos do Euteleostomi cromossomos são proporcionais ao número de genes no homólogo Amniota CARs. finalmente, o Amniota cariótipo difere daquele de Euteleostomi por apenas uma fusão cromossômica. o Amniota os cromossomos foram numerados de 1 a 49 (arquivo adicional 1: Tabela S11 para correspondência com os CARs e número de genes). Estrelas negras com menos de 12 cromossomos Euteleostomi denotam microcromossomos ancestrais preditos

Genômica comparativa entre o genoma pré-1R e o genoma humano

Para permitir comparações entre a reconstrução do genoma ancestral de vertebrados pré-1R e as espécies existentes, atribuímos genes a cada um dos 17 cromossomos pré-1R. Entre Amniota genes, apenas ohnologs poderiam ser atribuídos com segurança a cromossomos pré-1R, como genes não-ohnologs poderiam ter sido adquiridos após o 1R WGD. Para contornar este problema, aplicamos um procedimento conservador para atribuir 5052 dos 10.093 ancestrais Olfactores genes para os 17 cromossomos pré-1R previstos (arquivo adicional 8). o Olfactores ancestor é o ancestral comum dos vertebrados e tunicados e o ancestral mais próximo a montante do genoma pré-1R reconstruído em árvores gênicas de Ensembl. Esse conjunto de genes ancestrais fornece uma conexão direta com o genoma humano, por meio de seus 8.378 genes descendentes de humanos. Ao identificar cada um desses descendentes humanos pela cor de seu cromossomo ancestral pré-1R (Fig. 6), mostramos que a estrutura dos 17 cromossomos pré-1R ainda é notavelmente aparente no genoma humano, com alguns cromossomos quase inteiramente compostos de genes de um único cromossomo pré-1R (por exemplo, cromossomos 14 e 15). Medimos o grau de conservação do conteúdo de ohnolog pós-1R-2R em janelas de 50 genes posicionados a cada 10 genes nos cromossomos humanos. Destacam-se três regiões que se sobrepõem aos clusters Hox A, B e D (e Hox C em menor grau Fig. 6), em linha com a conhecida importância funcional associada ao agrupamento desses ohnologs [24].

Comparação entre o cariótipo pré-1R (topo) composto por 17 cromossomos e o cariótipo humano (meio). Os 8282 genes descendentes humanos conhecidos de genes pré-1R são desenhados em sua posição no genoma humano com a cor de seu cromossomo ancestral pré-1R. A posição de 12 clusters existentes (4 HOX, 4 FOX e 4 MHC) descendentes de um único cluster em cromossomos pré-1R é indicada por um círculo preto e um identificador de 2 caracteres (M1, M2, M3, M4 para clusters MHC, F1, F2, F3, F4 para clusters FOX, HA, HB, HC, HD para clusters HOX). Um segundo cariótipo humano (embaixo) mostra, em uma escala de branco a vermelho, o número de ohnologs em janelas de 50 genes posicionados a cada 10 genes. Círculos abertos denotam a posição dos clusters HOX. Os cromossomos humanos são desenhados em escala, em Mb. Os cromossomos pré-1R são desenhados como na Fig. 5, em proporção ao número de genes atribuídos a cada um. A ordem dos genes nos cromossomos pré-1R sendo desconhecida, as posições dos 3 grupos de genes pré-1R dentro de seus cromossomos são arbitrárias

Os quatro aglomerados Hox originam-se do cromossomo 1 pré-1R e examinamos à mesma luz outros aglomerados parálogos que foram propostos como originários de um único locus pré-1R. A região do MHC no cromossomo 6 humano contém vários genes não relacionados às funções imunológicas, mas que possuem ohnologs em 3 outros loci nos cromossomos 1, 9 e 19 [25]. Todas as 4 regiões descendem do cromossomo 9 pré-1R. Similarmente, os loci contendo agrupamentos de genes FOX foram comparados e encontrados para compartilhar parálogos sugestivos de duplicações em bloco no início da evolução dos vertebrados [26]. Confirmamos aqui sua origem única no cromossomo 10 pré-1R. Em contraste, nenhuma origem comum foi encontrada para os diferentes grupos de genes impressos no genoma humano (por exemplo, locus H19 no cromossomo 11, locus IGF2R no cromossomo 6, PON [1 , 2,3] locus no cromossomo 7, locus UBE3A no cromossomo 15) [27, 28], em linha com seu conhecido aparecimento progressivo mais tarde em mamíferos Therian [29]. O cenário evolutivo dos cromossomos de vertebrados ancestrais apresentado aqui é, portanto, consistente com nossa visão atual da evolução dessas importantes famílias de genes.

Finalmente, analisamos a frequência dos termos da Ontologia Genética dos descendentes humanos dos 1416 pares (2 perdas de genes), 502 tripletos (1 perda de genes) e 172 quartetos (sem perda) de ancestrais Amniota ohnologs e encontram um padrão notável: os quartetos são enriquecidos no desenvolvimento neuronal e na função neuronal (transmissão sináptica) e os trigêmeos são enriquecidos no desenvolvimento muscular (especialmente do coração) e na função muscular (contração), enquanto os pares (duas perdas) são enriquecidos em proteínas maturação e transporte entre organelas (arquivo adicional 9).


AQA AS Biology Paper 2 | Terça-feira, 6 de junho de 2017

(eu)
O aluno colocou o mesmo volume de água em cada tubo.
Explique por que era importante que ele controlasse essa variável experimental.

2. Desnaturação de proteínas (membrana)

2. (Apenas) uma das fitas / fita modelo é usada (para fazer mRNA / é transcrita)

3. Pareamento de bases (complementar) de modo A → U, T → A, C → G, G → C

4. (RNA) nucleotídeos unidos por RNA polimerase

(eu)
Qual é o efeito da síndrome de Patau nos cromossomos dessa mulher?

(ii)
Descreva como a mudança no número de cromossomos na síndrome de Patau foi produzida.

(ii)
1. Na meiose
2. Cromossomos homólogos / cromátides irmãs não se separam

(iii)
1. Mutação / cromossomo extra no gameta / ovo / esperma (que formou o zigoto)

2. Todas as células derivadas (de uma única célula / zigoto) por mitose
OU
3. Todas as células derivadas de uma única célula / zigoto por mitose


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Wurster, D. H. & amp Benirschke, K. Indian muntjac, Muntiacus muntjak: um cervo com um baixo número de cromossomos diplóides. Ciência 168, 1364–1366 (1970).

Wurster, D. H. & amp Benirschke, K. Estudos de cromossoma em alguns veados, a gazela e o pronghorn, com notas sobre a placentação em veados. Cytologia 32, 273–285 (1967).

Chi, J. et al. Novos insights sobre as relações cariotípicas do chinês muntjac (Muntiacus Reevesi), cervo almiscarado da floresta (Moschus berezovskii) e gayal (Bos frontalis). Cytogenet. Genome Res. 108, 310–316 (2005).

Hsu, T. C., Pathak, S. & amp Chen, T. R. A possibilidade de centrômeros latentes e um sistema de nomenclatura proposto para o cromossomo total e translocações de braço inteiro. Cytogenet. Cell Genet. 15, 41–49 (1975).

Liming, S., Yingying, Y. & amp Xingsheng, D. Comparative cytogenetic studies on the red muntjac, Chinese muntjac, and their F1 hybrids. Cytogenet. Genome Res. 26, 22–27 (1980).

Lin, C. C., Sasi, R., Fan, Y.-S. & amp Chen, Z.-Q. Novas evidências para fusões cromossômicas em tandem na evolução cariotípica de muntjacs asiáticos. Cromossomo 101, 19–24 (1991).

Scherthan, H. Localização da sequência telomérica repetitiva (TTAGGG) n em duas espécies de muntjac e implicações para sua evolução cariotípica. Cytogenet. Cell Genet. 53, 115–117 (1990).

Lee, C., Sasi, R. & amp Lin, C. C. Localização intersticial de sequências de DNA telomérico nos cromossomos muntjac indianos: mais evidências para fusões cromossômicas em tandem na evolução cariotípica do Muntjacs asiáticos. Cytogenet. Genome Res. 63, 156–159 (1993).

Yang, F., Carter, N. P., Shi, L. & amp Ferguson-Smith, M. A. Um estudo comparativo de cariótipos de muntjacs por pintura cromossômica. Cromossomo 103, 642–652 (1995).

Frönicke, L., Chowdhary, B. P. & amp Scherthan, H. Segmental homology entre bovinos (Bos taurus), Indian muntjac (Muntiacus muntjak vaginalis) e chinês muntjac (M. reevesi) cariótipos. Cytogenet. Genome Res. 77, 223–227 (1997).

Yang, F., O’Brien, P. C. M., Wienberg, J. & amp Ferguson-Smith, M. A. Uma reavaliação da teoria da fusão em tandem da evolução do cariótipo no muntjac indiano usando pintura cromossômica. Chromosome Res. 5, 109–117 (1997).

Wang, W. & amp Lan, H. Rapid and parallel chromosomal number reductions in muntjac deer inferted from mitochondrial DNA phylogeny. Mol. Biol. Evol. 17, 1326–1333 (2000).

Chi, J. X. et al. Definição da orientação das fusões em tandem que ocorreram durante a evolução dos cromossomos muntjac indianos por mapeamento BAC. Cromossomo 114, 167–172 (2005).

Hartmann, N. & amp Scherthan, H. Characterization of ancestral chromosome fusion points in the Indian Muntjac deer. Cromossomo 112, 213–220 (2004).

Zhou, Q. et al. A análise genômica comparativa relaciona a evolução cariotípica com a evolução genômica no muntjac indiano (Muntiacus muntjak vaginalis). Cromossomo 115, 427–436 (2006).

Tsipouri, V. et al. As análises de sequência comparativa revelam locais de fusões cromossômicas ancestrais no genoma muntjac indiano. Genome Biol. 9, R155 (2008).

Farré, M. et al. A evolução da regulação gênica em ruminantes difere entre as regiões do ponto de interrupção evolutivo e os blocos de sintaxe homóloga. Genome Res. 29, 576–589 (2019).

Chen, L. et al. O sequenciamento do genoma de ruminantes em grande escala fornece informações sobre sua evolução e características distintas. Ciência 364, eaav6202 (2019).

Zimin, A. V. et al. Um conjunto do genoma completo da vaca doméstica, Bos taurus. Genome Biol. 10, R42 (2009).

Banana. et al. O veado vermelho Cervus Elaphus genoma CerEla1.0: sequenciamento, anotação, genes e cromossomos. Mol. Genet. Genômica 293, 665–684 (2018).

Li, Z. et al. Rascunho do genoma da rena (Rangifer tarandus). Gigascience 6, 1–5 (2017).

Stephens, P. J. et al. Reorganização genômica massiva adquirida em um único evento catastrófico durante o desenvolvimento do câncer. Célula 144, 27–40 (2011).

Weisenfeld, N. I., Kumar, V., Shah, P., Church, D. M. & amp Jaffe, D. B. Determinação direta de sequências do genoma diplóide. Genome Res. 27, 757–767 (2017).

Lieberman-Aiden, E. et al. O mapeamento abrangente de interações de longo alcance revela princípios de dobramento do genoma humano. Ciência 326, 289–293 (2009).

Lin, C.-C. et al. Construção de uma biblioteca BAC indiana muntjac e produção do mapa FISH mais denso da espécie. Zool. Viga. 47, 282–292 (2008).

Jiang, Y. et al. O genoma da ovelha ilumina a biologia do metabolismo ruminal e lipídico. Ciência 344, 1168–1173 (2014).

Schneider, V. A. et al. A avaliação de GRCh38 e conjuntos de genoma haplóide de novo demonstra a qualidade duradoura do conjunto de referência. Genome Res 27, 849–864 (2017).

Jones, P. et al. InterProScan 5: classificação de função de proteína em escala de genoma. Bioinformática 30, 1236–1240 (2014).

Slate, J. et al. Um mapa de ligação genética de veados (subfamília Cervinae) e a evolução dos genomas de ruminantes. Genética 160, 1587–1597 (2002).

Frohlich, J. et al. Relações cariotípicas entre espécies selecionadas de cervos e gado reveladas por sondas FISH bovinas. PLoS ONE 12, e0187559 (2017).

Huang, L. et al. Mapeamento BAC comparativo de alta densidade no muntjac preto (Muntiacus crinifrons): dissecção citogenética molecular da origem de MCR 1p + 4 no sistema de cromossomos sexuais X1X2Y1Y2Y3. Genômica 87, 608–615 (2006).

Huang, L., Wang, J., Nie, W., Su, W. & amp Yang, F. Fusões cromossômicas em tandem na evolução cariotípica de Muntiacus: evidências de M. feae e M. gongshanensis. Chromosome Res. 14, 637–647 (2006).

Toljagić, O., Voje, K. L., Matschiner, M., Liow, L. H. & amp Hansen, T. F. Milhões de anos atrás: adaptação lenta de ruminantes às pastagens. Syst. Biol. 67, 145–157 (2018).

Zurano, J. P. et al. Cetartiodactyla: atualizando uma filogenia molecular calibrada com o tempo. Mol. Phylogenet. Evol. 133, 256–262 (2019).

Ma, S., Wang, Y. & amp Xu, L. Taxonomic and phylogenetic studies on the genus Muntiacus. Acta Theriol. Pecado. 6, 190–209 (1986).

Dong, W., Pan, Y. & amp Liu, J. O primeiro Muntiacus (Artiodactyla, Mammalia) do Mioceno Superior de Yuanmou, sudoeste da China. C. R. Palevol 3, 379–386 (2004).

Kumar, S., Stecher, G., Suleski, M. & amp Hedges, S. B. TimeTree: um recurso para cronogramas, tabelas de horários e tempos de divergência. Mol. Biol. Evol. 34, 1812–1819 (2017).

Maruyama, T. & amp Imai, H. T. Evolutionary rate of the mamífero karyotype. J. Theor. Biol. 90, 111–121 (1981).

Bush, G. L., Case, S. M., Wilson, A. C. & amp Patton, J. L. Rapid speciation and chromosomal evolution in mamifers. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 74, 3942–3946 (1977).

The Chimpanzee Sequencing and Analysis Consortium. Sequência inicial do genoma do chimpanzé e comparação com o genoma humano. Natureza 437, 69–87 (2005).

Locke, D. P. et al. Análise comparativa e demográfica de genomas de orangotangos. Natureza 469, 529–533 (2011).

IJdo, J. W., Baldini, A., Ward, D. C., Reeders, S. T. & amp Wells, R. A. Origin of human chromosome 2: an ancestral telomere-telomere fusion. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 88, 9051–9055 (1991).

Huang, L., Chi, J., Nie, W., Wang, J. & amp Yang, F. Filogenômica de várias espécies de cervos revelada por pintura cromossômica comparativa com tintas chinesas de muntjac. Genetica 127, 25–33 (2006).

Zou, Y., Yi, X., Wright, W. E. & amp Shay, J. W. Human telomerase can immortalize Indian muntjac cells. Exp. Cell Res. 281, 63–76 (2002).

Liming, S. & amp Pathak, S. Gametogenesis in a Indian muntjac x Chinese muntjac hybrid do sexo masculino. Cytogenet. Genome Res. 30, 152–156 (1981).

Ghavi-Helm, Y. et al. Cromossomos altamente rearranjados revelam desacoplamento entre a topologia do genoma e a expressão do gene. Nat. Genet. 51, 1272–1282 (2019).

Baker, R. J. & amp Bickham, J. W. evolução cariotípica em morcegos: evidências de evolução cromossômica extensa e conservadora em táxons intimamente relacionados. Syst. Biol. 29, 239–253 (1980).

Marks, J. Rates of cariotype evolution. Syst. Zool. 32, 207–209 (1983).

Gladkikh, O. L. et al. A evolução rápida do cariótipo em Lasiopodomys envolveu pelo menos duas translocações de cromossomos sexuais autossômicos. PLoS ONE 11, e0167653 (2016).

Nash, W. G., Wienberg, J., Ferguson-Smith, M. A., Menninger, J. C. & amp O’Brien, S. J. Comparative genomics: tracking cromossome evolution in the family Ursidae using reciprocal cromossome painting. Cytogenet. Genome Res. 83, 182–192 (1998).

Carbone, L. et al. Genoma do gibão e a rápida evolução do cariótipo de pequenos macacos. Natureza 513, 195–201 (2014).

Gordon, D. J., Resio, B. & amp Pellman, D. Causes and Consequences of aneuploidy in cancer. Nat. Rev. Genet. 13, 189–203 (2012).

Funk, W. C., Zamudio, K. R. & amp Crawford, A. J. Compreensão avançada da evolução, ecologia, comportamento e conservação dos anfíbios com sequenciação paralela maciça. no Genômica de População (eds Hohenlohe, P. & amp Rajora, O. P.), https://doi.org/10.1007/13836_2018_61 (Springer, 2018).

De La Torre, A.R. et al. Insights sobre giga-genomas de coníferas. Plant Physiol. 166, 1724–1732 (2014).

Drpic, D. et al. A segregação cromossômica é influenciada pelo tamanho do cinetocoro. Curr. Biol. 28, 1344–1356 (2018). e5.

Hockemeyer, D., Sfeir, A.J., Shay, J.W., Wright, W.E. & amp de Lange, T. POT1 protege telômeros de uma resposta de dano transiente ao DNA e determina como os cromossomos humanos terminam. EMBO J. 24, 2667–2678 (2005).

Camacho, C. et al. BLAST +: arquitetura e aplicações. BMC Bioinform. 10, 421 (2009).

Shi, Y. F., Shan, X. N., Li, J., Zhang, X. M. & amp Zhang, H. J. Sequence and organization of the complete mitochondrial genome of the Indian muntjac (Muntiacus muntjak). Acta Zool. Pecado. 49, 629–636 (2003).

Zhang, X. M. et al. Muntiacus Reevesi mitocôndria, genoma completo. NCBI Reference Sequence NC_004069.1 (2002).

Durand, N. C. et al. O Juicer fornece um sistema de um clique para analisar experimentos Hi-C de resolução de loop. Cell Syst. 3, 95–98 (2016).

Dudchenko, O. et al. Montagem de novo do Aedes aegypti o genoma usando Hi-C produz estruturas de comprimento de cromossomo. Ciência 356, 92–95 (2017).

Durand, N. C. et al. O Juicebox oferece um sistema de visualização para mapas de contato Hi-C com zoom ilimitado. Cell Syst. 3, 99–101 (2016).

Dudchenko, O. et al. O módulo de ferramentas de montagem do Juicebox facilita de novo montagem de genomas de mamíferos com estruturas de comprimento de cromossomos por menos de $ 1000. bioRxiv https://doi.org/10.1101/254797 (2018).

Kajitani, R. et al. Eficiente de novo montagem de genomas altamente heterozigotos a partir de leituras curtas shotgun de todo o genoma. Genome Res. 24, 1384–1395 (2014).

Shen, W., Le, S., Li, Y. & amp Hu, F. SeqKit: uma plataforma cruzada e kit de ferramentas ultrarrápido para manipulação de arquivo FASTA / Q. PLoS ONE 11, e0163962 (2016).

Murmann, A.E. et al. Mapeamento comparativo de genes em bovinos, muntjac indiano e muntjac chinês por hibridização fluorescente in situ. Genetica 134, 345–351 (2008).

Green, R. J. & amp Bahr, G. F. Comparison of G-, Q- and EM-banding patterns exibidos pelo complemento cromossômico do Indian muntjac, Muntiacus muntjak, com referência ao conteúdo de DNA nuclear e ultraestrutura da cromatina. Cromossomo 50, 53–67 (1975).

Carrano, A. V. et al. Purificação dos cromossomos do muntjac indiano por classificação de fluxo. J. Histochem. Cytochem. 24, 348–354 (1976).

Session, A. M. et al. Evolução do genoma na rã alotetraplóide Xenopus laevis. Natureza 538, 336–343 (2016).

Li, H. & amp Durbin, R. Alinhamento de leitura curta rápido e preciso com transformada de Burrows-Wheeler. Bioinformática 25, 1754–1760 (2009).

Smit, A. F. A. & amp Hubley, R. RepeatModeler Open-1.0. http://www.repeatmasker.org (2015).

Bao, W., Kojima, K. K. & amp Kohany, O. Repbase Update, um banco de dados de elementos repetitivos em genomas eucarióticos. Mob. DNA 6, 11 (2015).

Smit, A. F. A., Hubley, R. & amp Green, P. RepeatMasker Open-4.0. http://www.repeatmasker.org (2015).

Keilwagen, J. et al. Usando a conservação da posição do íntron para a predição de genes baseada em homologia. Nucleic Acids Res. 44, e89 (2016).

Cunningham, F. et al. Ensembl 2019. Nucleic Acids Res. 47, D745 – D751 (2019).

Kent, W. J., Baertsch, R., Hinrichs, A., Miller, W. & amp Haussler, D. Evolution’s cauldron: duplicação, deleção e rearranjo no camundongo e genomas humanos. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 100, 11484–11489 (2003).

Li, Z. et al. Dados genômicos preliminares da rena (Rangifer tarandus). Banco de dados GigaScience. https://doi.org/10.5524/100370 (2017).

Wang, Y., Coleman-Derr, D., Chen, G. & amp Gu, Y. Q. OrthoVenn: um servidor da web para comparação ampla do genoma e anotação de clusters ortólogos em várias espécies. Nucleic Acids Res. 43, W78 – W84 (2015).

Nielsen, R. & amp Yang, Z. Modelos de verossimilhança para detectar locais de aminoácidos selecionados positivamente e aplicações no gene do envelope do HIV-1. Genética 148, 929–936 (1998).

Larkin, M. A. et al. Clustal W e Clustal X versão 2.0. Bioinformática 23, 2947–2948 (2007).

Yang, Z. PAML 4: análise filogenética por máxima verossimilhança. Mol. Biol. Evol. 24, 1586–1591 (2007).

O Consórcio UniProt. UniProt: a base de conhecimento universal de proteínas. Nucleic Acids Res. 45, D158 – D169 (2017).

Paten, B. et al. Cactus: algoritmos para alinhamento de múltiplas sequências do genoma. Genome Res. 21, 1512–1528 (2011).

Hickey, G., Paten, B., Earl, D., Zerbino, D. & amp Haussler, D. HAL: um formato hierárquico para armazenar e analisar múltiplos alinhamentos do genoma. Bioinformática 29, 1341–1342 (2013).

Suarez, H. G., Langer, B. E., Ladde, P. & amp Hiller, M. chainCleaner melhora a especificidade e sensibilidade do alinhamento do genoma. Bioinformática 33, 1596–1603 (2017).

Blanchette, M. et al. Alinhando várias sequências genômicas com o alinhador de conjunto de blocos encadeado. Genome Res. 14, 708–715 (2004).

Junier, T. & amp Zdobnov, E. M. Os utilitários Newick: processamento de árvore filogenética de alto rendimento no shell UNIX. Bioinformática 26, 1669–1670 (2010).

Arnold, C., Matthews, L.J. & amp Nunn, C. L. O site 10kTrees: um novo recurso online para a filogenia de primatas. Evol. Anthropol. 19, 114–118 (2010).

Kielbasa, S. M., Wan, R., Sato, K., Horton, P. & amp Frith, M. C. Adaptive seed tame genomic sequence compare. Genome Res. 21, 487–493 (2011).

Stamatakis, A. RAxML versão 8: uma ferramenta para análise filogenética e pós-análise de grandes filogenias. Bioinformática 30, 1312–1313 (2014).

Kumar, S., Stecher, G. & amp Tamura, K. MEGA7: Molecular Evolutionary Genetics Analysis versão 7.0 para conjuntos de dados maiores. Mol. Biol. Evol. 33, 1870–1874 (2016).

Mello, B. Estimativa de horários com MEGA e o recurso TimeTree. Mol. Biol. Evol. 35, 2334–2342 (2018).

Tamura, K. et al. Estimando tempos de divergência em grandes filogenias moleculares. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 109, 19333–19338 (2012).

Krzywinski, M. et al. Circos: uma estética da informação para genômica comparada. Genome Res. 19, 1639–1645 (2009).

Li, H. et al. O formato de alinhamento / mapa de sequência e SAMtools. Bioinformática 25, 2078–2079 (2009).


Aberrações cromossômicas numéricas

Cada espécie de organismo possui um número específico de cromossomos em suas células somáticas. Esses cromossomos são encontrados em pares. No momento da formação dos gametas, o número de cromossomos é reduzido. Conseqüentemente, os gemetes carregam um conjunto haplóide de cromossomos. As alterações no número de cromossomos do conjunto diplóide são chamadas de aberração cromossômica numérica. Também é conhecido como ploidia. Existem dois tipos de ploidia x euploidia e aneuploidia.

Euploidia é a variação no número de cromossomos que ocorre devido ao aumento ou diminuição do conjunto completo de cromossomos. Monoploidia, diploidia e poliploidia são os tipos de euploidia.

Na maioria das plantas e animais, as células somáticas contêm dois conjuntos de cromossomos. A diplomacia é formada pela união de dois gametas durante a fertilização.

A adição de um ou mais conjuntos de cromossomos ao conjunto diplóide resulta em poliploidia. É comumente observada em plantas e rara em animais. Eles são de dois tipos - autopoliploidia e alopoliploidia.

A adição de um ou mais conjuntos haplóides de seu próprio genoma em um organismo resulta em autopoliploidia. Melancia, uva e banana são autotriploides, enquanto a maçã é autotetraploide.

O aumento em um ou mais conjuntos haplóides de cromossomos de duas espécies diferentes resulta em alopoliploidia. Triticale é o primeiro cereal feito pelo homem. É obtido pelo cruzamento de um trigo Triticum durum (2n = 4x = 28) e um centeio

Secale cereale (2n = 2x = 14). O híbrido F 1 (2n = 3x = 21) é estéril. Em seguida, o número do cromossomo é duplicado com a colchicina e ele se torna um hexaplóide.

A variação que envolve um ou dois cromossomos dentro do conjunto diplóide de um organismo resulta em aneuploidia. É de dois tipos - hipoploidia e hiperploidia.

A diminuição de um ou dois cromossomos do conjunto diplóide é descrita como hipoploidia. Existem dois tipos de hipoploidia - monossomia e nulissomia. A monossomia é devido à perda de um cromossomo do conjunto diplóide, ou seja, 2n - 1. Nulisomia é a condição em que um par de cromossomos homólogos é perdido do conjunto diplóide, ou seja, 2n - 2.

A adição de um ou dois cromossomos ao conjunto diplóide de cromossomos resulta em hiperploidia. Existem dois tipos de hiperploidia - trissomia e tetrassomia. A trissomia resulta da adição de um cromossomo ao conjunto diplóide de cromossomos. É representado por 2n + 1. Trissômicas são observadas em Datura stramonium. A tetrassomia resulta da adição de dois cromossomos ao conjunto diplóide de cromossomos. É representado por 2n + 2.


4 tipos principais de aberrações cromossômicas (1594 palavras)

O arranjo e a presença de muitos genes em um único cromossomo fornecem uma mudança na informação genética não apenas por meio da mudança no número dos cromossomos, mas também por uma mudança na estrutura do cromossomo.

Cortesia da imagem: neurorexia.files.wordpress.com/2013/05/figure-1-histones-1024�.jpg

A mudança no cromossomo se deve à alteração do material genético por meio da perda, ganho ou rearranjo de um determinado segmento. Essas mudanças são chamadas de aberrações cromossômicas. A modificação traz mutações cromossômicas. Mutações cromossômicas são muito raras na natureza, mas podem ser criadas artificialmente por raios & # 8216X & # 8217, radiação atômica e produtos químicos, etc.

As mudanças estruturais nos cromossomos são devidas a quebras no cromossomo, ou em sua subunidade de divisão celular, ou seja, cromátide. Cada pausa produz 2 pontas que podem seguir três caminhos diferentes. (Fig.43.1).

(a) Eles podem se reunir, levando à eventual perda daquele segmento cromossômico que não contém o centrômero.

(b) A reunião ou reconstituição imediata das mesmas pontas quebradas pode ocorrer, levando à reconstituição da estrutura original.

(c) Uma ou ambas as pontas de uma ruptura específica podem se juntar àquelas produzidas por uma ruptura diferente causando uma troca ou união não reconstitucional.

Mc Clintock (1941) estudou em Zea Mays que as quebras cromossômicas e a duplicação se seguem. Uma cromátide dicêntrica é encontrada. Durante a anáfase, as fibras do fuso são fixadas aos dois centrômeros, resultando na formação de uma ponte de um pólo a outro. A ponte quebra causando deficiência ou duplicação.

As aberrações cromossômicas são de 4 tipos principais:

(a) Deleção (b) duplicação (c) inversão e (d) translocação. (Fig. 43.2).

(A) Exclusão ou deficiência:

Deleção ou deficiência, como o nome sugere, há uma perda de segmento do cromossomo. Após a quebra, a peça sem centrômero é perdida. Por outro lado, a parte ligada ao centrômero atua como cromossomo deficiente. Bridges (1917) observou pela primeira vez uma deficiência no locus Bar de Drosophila.

Dois tipos de exclusões são encontrados:

Uma única quebra perto do final do cromossomo. Descrito no milho, mas de outra forma não é comum.

Exclusão intersticial:

O cromossomo se quebra e se reúne, mas a parte se perde no meio. (Fig. 43.3). Deleções são detectadas no momento do emparelhamento homólogo. Se uma parte do cromossomo está faltando, o outro cromossomo também tem que omiti-la na forma de protuberância para fazer a sinapse. por exemplo, se um cromossomo tem 1, 2, 3, 4 genes. A parte 2 está faltando na saída de um cromossomo, 1, 3, 4. O outro cromossomo homólogo no momento da sinapse expande ou forma um laço na posição 2.

Se o segmento ausente for de importância fisiológica, o indivíduo não sobreviverá. Se o gene dominante & # 8216A & # 8217 estiver faltando, o alelo recessivo & # 8216a & # 8217 pode se expressar. É chamado de pseudo dominância.

Em humanos, a deleção do cromossomo 5 resulta na síndrome do cri-du-chat, as crianças choram como gatos, têm cabeça pequena e retardo mental.

A deleção parcial do 18º cromossomo resulta em uma síndrome com orelhas grandes e dedos longos.

No milho, a deficiência se restringe à esterilidade do pólen. O gemetófito haplóide masculino mostra deficiência, enquanto a fêmea pode receber metabólitos do tecido materno que complementam a deficiência. O segmento omitido forma fivelas. (Fig. 43.4)

Deficiência em E. coli também é observada. A exclusão indica que o DNA é de fita simples e se parece com uma alça ou pincel colapsado. (Fig. 43.5).

(B) Duplicação:

Aqui, um segmento do cromossomo é repetido duas vezes, ou seja, duplicado. A duplicação foi descoberta no cromossomo Drosophila & # 8216X & # 8217 pela primeira vez carregando o alelo de tipo selvagem para vermelhão (v +) e foi transposta para um cromossomo & # 8216X & # 8217 carregando o alelo vermelhão mutante (v), Bridges descobriu que devido ao fato de que o cromossomo & # 8216X & # 8217 carregava os alelos v e v + ambos eram do tipo selvagem em vez de vermelhão. Propriedades iguais de vev + produziram o efeito do tipo selvagem. Essas & # 8216 fêmeas de duplicação & # 8217 quando cruzadas com machos vermelhão não duplicados, toda a progênie feminina era vermelhão e toda a progênie masculina, ou seja, y era do tipo selvagem. (Fig.43.6.)

A duplicação é de vários tipos. (Fig. 43.7)

Quando o segmento de duplicação está perto dos centrômeros, por exemplo, a sequência no cromossomo isabcdefghithe centrômero está presente entre e e f o segmento d e é repetido imediatamente após sua posição normal.

Quando o segmento é revertido na duplicação, por exemplo, é o segmento d e que está duplicado, ele será duplicado como d e d em vez de d e d e.

O segmento é repetido em algum lugar distante de sua localização original, mas no mesmo braço (deslocamento homobraquial) ou no outro braço (deslocamento heterobraquial).

Quando o segmento é duplicado no cromossomo não homólogo, é denominado transposição.

A duplicação envolve centrômero e é chamada de cromossômico extra. Na glândula salivar, as duplicações cromossômicas são comuns como flambagem no heterozigoto de duplicação ou como emparelhamento cruzado entre seções de cromossomos diferentes.

(C) Translocação:

A transferência de uma seção de um cromossomo para um cromossomo não homólogo é conhecida como translocação. Quando há troca de segmentos em dois cromossomos não homólogos, é chamada de translocação recíproca. Também inclui a troca de segmentos entre partes não homólogas de um par de cromossomos, por exemplo, os cromossomos & # 8216X & # 8217 ou & # 8216Y & # 8217. O segmento não foi perdido ou adicionado, mas apenas trocado.

Foi observado pela primeira vez em Drosophila pelo comportamento incomum de um gene particular do segundo cromossomo chamado Pale. É letal em condições homozigóticas. Bridges observou que sua letalidade pode ser suprimida pela presença de outro gene no terceiro cromossomo, que também era letal na condição homozigótica. O efeito pálido foi causado devido à deficiência de uma pequena ponta do segundo cromossomo, incluindo um plexo ou balão que se liga ao gene do terceiro cromossomo entre ébano ou áspero.

Stern em 1926 observou a translocação de algum alelo (sacudido) no cromossomo & # 8216Y & # 8217 para o cromossomo & # 8216X & # 8217. (Fig.43.8)

Tipos de translocação:

(uma) Translocação simples:

Uma única quebra no cromossomo e ele é transferido para a extremidade do outro. (Fig. 43.9)

(b) Mudança ou translocação intercalar:

Tipo comum de translocação envolvendo 3 quebras de modo que uma seção de duas rupturas de um cromossomo (por exemplo, Pale) seja inserida dentro da quebra produzida em um cromossomo não homólogo. (Fig. 43.9B)

(c) Translocação ou intercâmbio recíproco:

A translocação freqüentemente observada, onde uma única quebra em dois cromossomos homólogos, produz uma troca de segmento cromossômico entre eles. (Fig. 43.9c)

O homozigoto de translocação forma o mesmo número de pares homólogos que o homozigoto normal, desde que o centrômero não seja perdido.

O resultado do emparelhamento e da meiose são diferentes no heterozigoto de translocação que carrega dois segmentos translocados e sua contraparte normal. (Fig. 43.10). Uma translocação recíproca forma um complexo de 4 cromossomos no estágio de paquiteno. Os quiasmas entre esses cromossomos podem formar um quadrivalente que pode então se separar em 3 padrões de segregação diferentes na primeira divisão meiótica. (Fig. 43.11).

(i) Segregação alternativa:

Centrômeros opostos ou alternados não homólogos vão para o mesmo pólo em zigue-zague, de modo que os cromossomos não translocados (1, 2) e translocados (1 & # 8242, 2 & # 8242) estão em gametas separados. Os gametas possuem complemento completo balanceado de genes, sem duplicação ou deficiência (Fig. 43.11).

(ii) segregação Adjacente-1:

Cromossomos adjacentes não homólogos vão para o mesmo pólo, mas cada gameta contém cromossomos translocados e não translocados (1 2 & # 8242, 1 & # 82172), ambas as deficiências de duplicação em cada gameta estão presentes (Fig. 43.11).

(iii) segregação Adjacente-2:

Os centrômeros adjacentes vão novamente para o mesmo pólo, mas agora são homólogos, bem como contêm cromossomos translocados e não translocados (1, 1 e # 8242 2, 2 e # 8242). A duplicação e as deficiências produzem componentes desequilibrados do gene (Fig. 43.11C).

A segregação adjacente-1 e adjacente-2 produz gametas desequilibrados. Gâmetas férteis de heterozigotos de translocação serão principalmente restritos à segregação alternada.

A sinapsis de cromossomos de translocação heterozigótica mostrando configuração em forma de cruz, mais tarde, abre um anel ou um oito (Fig. 43.12).

As consequências de tal segregação são que o sortimento independente entre genes e cromossomos não homólogos será inibido. Devido a duplicações e deficiências, nenhum dos fenótipos mutantes únicos aparecerá na prole. Os heterozigotos de translocação têm baixa fertilidade. Se a extensão da duplicação e deficiência for pequena, gametas ou zigotos desequilibrados podem não ser necessariamente letais.

(D) Inversões:

Uma seção do cromossomo é alterada pela rotação em 180 ° é chamada de inversão. A ordem dos genes nele é invertida.

A inversão surge pela formação de loops em um cromossomo. As quebras podem ocorrer no ponto de intersecção dos loops (Fig. 43.13). A reunião das pontas quebradas ocorre em uma nova combinação e se inverte. Os heterozigotos de inversão são formados por laços e protuberâncias aos pares.

Inversão paracêntrica: O executor do segmento invertido não inclui o centrômero. Inversão pericêntrica: segmentos invertidos incluem centrômero.

Inversão paracêntrica:

Um único cruzamento sobre a região invertida resultará na formação de um cromossomo dicêntrico (com 2 centrômeros) e um cromossomo acêntrico (sem centrômero). Das 2 cromátides restantes, uma será normal e a outra carregará inversão. A cromátide dicêntrica e a cromátide acêntrica serão observadas na anáfase I na forma de uma ponte e um fragmento (Fig. 43.14). O cruzamento duplo mostra deficiências e duplicações (Fig. 43.15), dando origem a variações nas configurações da anáfase I.

Inversão pericêntrica:

Na inversão pericêntrica, o centrômero está nos segmentos invertidos. No estágio 2 do paquiteno, das 4 cromátides resultantes após a meiose terão deficiências e duplicações. Nenhuma ponte dicêntrica ou fragmento acêntrico será observado (Fig.43.16). Na inversão pericêntrica, se duas quebras não estiverem situadas equidistantes do centrômero, ocorre uma mudança na forma do cromossomo. Um cromossomo metacêntrico pode se tornar submetacêntrico e vice-versa (Fig. 43.17).


Referências

Fousteri, M. I. & amp Lehmann, A. R. A novel SMC protein complex in Schizosaccharomyces pombe contém a proteína de reparo de DNA Rad18. EMBO J. 19, 1691–1702 (2000).

Guacci, V., Koshland, D. & amp Strunnikov, A. Uma ligação direta entre a coesão da cromátide irmã e a condensação cromossômica revelada através da análise de MCD1 em S. cerevisiae. Célula 91, 47–57 (1997).

Hirano, T., Kobayashi, R. & amp Hirano, M. Condensins, complexos de proteínas de condensação de cromossomos contendo XCAP-C, XCAP-E e a Xenopus homólogo do Drosófila Proteína estéril. Célula 89, 511–521 (1997).

Michaelis, C., Ciosk, R. & amp Nasmyth, K. Cohesins: as proteínas cromossômicas que previnem a separação prematura de cromátides irmãs. Célula 91, 35–45 (1997).

Birkenbihl, R. P. & amp Subramani, S. O produto do gene rad21 de Schizosaccharomyces pombe é uma fosfoproteína nuclear regulada pelo ciclo celular. J. Biol. Chem. 270, 7703–7711 (1995).

Tonkin, E. T., Wang, T. J., Lisgo, S., Bamshad, M. J. & amp Strachan, T. NIPBL, que codifica um homólogo de proteínas de coesão da cromátide irmã do tipo Scc2 fúngica e mosca Nipped-B, sofre mutação na síndrome de Cornelia de Lange. Nature Genet. 36, 636–641 (2004).

Chuang, P. T., Albertson, D. G. & amp Meyer, B. J. DPY-27: um homólogo de proteína de condensação de cromossomo que regula C. elegans compensação de dosagem por associação com o cromossomo X. Célula 79, 459–474 (1994).

Gallego-Paez, L. M. et al. A regulação da progressão da replicação mediada por Smc5 / 6 contribui para a montagem do cromossomo durante a mitose em células humanas. Mol. Biol. Célula 25, 302–317 (2014).

Kegel, A. et al. O comprimento do cromossomo influencia o estresse topológico induzido pela replicação. Natureza 471, 392–396 (2011).

Torres-Rosell, J. et al. Início da anáfase antes da replicação completa do DNA com respostas de checkpoint intactas. Ciência 315, 1411–1415 (2007).

Misulovin, Z. et al. Associação de coesina e Nipped-B com regiões transcricionalmente ativas do Drosophila melanogaster genoma. Cromossomo 117, 89–102 (2008).

Kimura, K. & amp Hirano, T. Superenrolamento positivo dependente de ATP de DNA por 13S condensina: uma implicação bioquímica para condensação de cromossomos. Célula 90, 625–634 (1997).

Kimura, K., Rybenkov, V. V., Crisona, N. J., Hirano, T. & amp Cozzarelli, N. R. 13S condensin reconfigura ativamente o DNA através da introdução de contorção positiva global: implicações para a condensação de cromossomos. Célula 98, 239–248 (1999).

Losada, A. & amp Hirano, T. Intermolecular DNA interações estimuladas pelo complexo de coesina em vitro: implicações para a coesão da cromátide irmã. Curr. Biol. 11, 268–272 (2001).

Hirano, T. Mecânica cromossômica mediada por SMC: um esquema conservado de bactérias a vertebrados? Genes Dev. 13, 11–19 (1999).

Strick, T. R., Kawaguchi, T. & amp Hirano, T. Detecção em tempo real da compactação de uma única molécula de DNA pela condensina I. Curr. Biol. 14, 874–880 (2004).

Ciosk, R. et al. A ligação da coesina aos cromossomos depende de um complexo separado que consiste nas proteínas Scc2 e Scc4. Mol. Célula 5, 243–254 (2000).

Murayama, Y. & amp Uhlmann, F. Biochemical reconstitution of topological DNA binding by the cohesin ring. Natureza 505, 367–371 (2013).

Arumugam, P. et al. A hidrólise do ATP é necessária para a associação da coesina com os cromossomos. Curr. Biol. 13, 1941–1953 (2003).

Hu, B. et al. A hidrólise do ATP é necessária para realocar a coesina de locais ocupados por seu complexo de carregamento Scc2 / 4. Curr. Biol. 21, 12–24 (2011).

Weitzer, S., Lehane, C. & amp Uhlmann, F. A model for ATP hydrolysis-dependente binding of cohesin to DNA. Curr. Biol. 13, 1930–1940 (2003).

Stray, J. E., Crisona, N. J., Belotserkovskii, B. P., Lindsley, J. E. & amp Cozzarelli, N. R. The Saccharomyces cerevisiae A condensina Smc2 / 4 compacta o DNA em estruturas quirais (+) sem superenrolamento. J. Biol. Chem. 280, 34723–34734 (2005).

Stray, J. E. & amp Lindsley, J. E. Biochemical analysis of the levedura condensin Smc2 / 4 complex: an ATPase that promotes knotting of circular DNA. J. Biol. Chem. 278, 26238–26248 (2003).

Sun, M., Nishino, T. & amp Marko, J. F. O heterodímero de coesina SMC1-SMC3 estrutura o DNA através da formação de loop dependente de superenrolamento. Nucleic Acids Res. 41, 6149–6160 (2013).

Anderson, D. E., Losada, A., Erickson, H. P. & amp Hirano, T. Condensin e cohesin exibem conformações de braço diferentes com ângulos de dobradiça característicos. J. Cell Biol. 156, 419–424 (2002).

Gruber, S., Haering, C. H. & amp Nasmyth, K. Chromosomal cohesin forma um anel. Célula 112, 765–777 (2003).

Haering, C. H., Lowe, J., Hochwagen, A. & amp Nasmyth, K. Molecular architecture of SMC protein and the yeast cohesin complex. Mol. Célula 9, 773–788 (2002).

Uhlmann, F., Lottspeich, F. & amp Nasmyth, K. A separação da cromátide irmã no início da anáfase é promovida pela clivagem da subunidade de coesina Scc1. Natureza 400, 37–42 (1999).

Uhlmann, F., Wernic, D., Poupart, M. A., Koonin, E. V. & amp Nasmyth, K. Cleavage of cohesin by the CD clan protease separin desencadeia anafase em levedura. Célula 103, 375–386 (2000).

Haering, C.H., Farcas, A.M., Arumugam, P., Metson, J. & amp Nasmyth, K. The cohesin ring concatenates sister DNA molecule. Natureza 454, 297–301 (2008).

Ivanov, D. & amp Nasmyth, K. Uma interação topológica entre anéis de coesina e um minicromossomo circular. Célula 122, 849–860 (2005).

Ivanov, D. & amp Nasmyth, K. Um ensaio físico para coesão cromátide irmã em vitro. Mol. Célula 27, 300–310 (2007).

Cuylen, S., Metz, J. & amp Haering, C.H. Condensin structure chromosomal DNA through topological links. Nature Struct. Mol. Biol. 18, 894–901 (2011).

Tanaka, T., Fuchs, J., Loidl, J. & amp Nasmyth, K. Cohesin garante a ligação bipolar de microtúbulos a centrômeros irmãos e resiste à sua separação precoce. Nature Cell Biol. 2, 492–499 (2000).

Hadjur, S. et al. Coesinas formam cromossomos cis-interações no locus IFNG regulado pelo desenvolvimento. Natureza 460, 410–413 (2009).

Kagey, M. H. et al. O mediador e a coesina conectam a expressão gênica e a arquitetura da cromatina. Natureza 467, 430–435 (2010).

Nativio, R. et al. A coesina é necessária para a conformação da cromatina de ordem superior no locus IGF2-H19 impresso. PLoS Genet. 5, e1000739 (2009).

Rollins, R. A., Morcillo, P. & amp Dorsett, D. Nipped-B, a Drosófila homólogo de aderinas cromossômicas, participa da ativação por potenciadores remotos nos genes cut e Ultrabithorax. Genética 152, 577–593 (1999).

Kawauchi, S. et al. Múltiplos defeitos do sistema de órgãos e desregulação transcricional no camundongo Nipbl (+/−), um modelo da Síndrome de Cornelia de Lange. PLoS Genet. 5, e1000650 (2009).

Krantz, I. D. et al. A síndrome de Cornelia de Lange é causada por mutações em NIPBL, o homólogo humano de Drosophila melanogaster Nipped-B. Nature Genet. 36, 631–635 (2004).

Parelho, V. et al. As coesinas se associam funcionalmente com o CTCF nos braços dos cromossomos de mamíferos. Célula 132, 422–433 (2008).

Rubio, E. D. et al. O CTCF liga fisicamente a coesina à cromatina. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 105, 8309–8314 (2008).

Stedman, W. et al. As coesinas se localizam com o CTCF na região de controle de latência do KSHV e nos isoladores celulares c-myc e H19 / Igf2. EMBO J. 27, 654–666 (2008).

Wendt, K. S. et al.A coesina medeia o isolamento transcricional pelo fator de ligação CCCTC. Natureza 451, 796–801 (2008).

Lopez-Serra, L., Lengronne, A., Borges, V., Kelly, G. & amp Uhlmann, F. Budding yeast Wapl controla a manutenção da coesão da cromátide irmã e a condensação do cromossomo. Curr. Biol. 23, 64–69 (2013).

Tedeschi, A. et al. Wapl é um regulador essencial da estrutura da cromatina e da segregação cromossômica. Natureza 501, 564–568 (2013).

Gerlich, D., Koch, B., Dupeux, F., Peters, J. M. & amp Ellenberg, J. Live-cell imaging revela uma interação estável coesina-cromatina após, mas não antes da replicação do DNA. Curr. Biol. 16, 1571–1578 (2006).

Heidinger-Pauli, J.M., Mert, O., Davenport, C., Guacci, V. & amp Koshland, D. A redução sistemática da coesina afeta diferencialmente a segregação cromossômica, condensação e reparo de DNA. Curr. Biol. 20, 957–963 (2010).

Kaur, M. et al. Separação precoce da cromátide irmã (PSCS) na síndrome de Cornelia de Lange. Sou. J. Med. Genet. UMA 138A, 27–31 (2005).

Remeseiro, S. et al. A redução de Nipbl prejudica o carregamento de coesina localmente e afeta a transcrição, mas não as funções dependentes de coesão em um modelo de camundongo da Síndrome de Cornelia de Lange. Biochim. Biophys. Acta 1832, 2097–2102 (2013).

Cui, Y., Petrushenko, Z. M. & amp Rybenkov, V. V. MukB atua como um grampo macromolecular na condensação de DNA. Nature Struct. Mol. Biol. 15, 411–418 (2008).

Hirota, T., Gerlich, D., Koch, B., Ellenberg, J. & amp Peters, J. M. Distinct functions of condensin I e II in mitotic chromosome assembly. J. Cell Sei. 117, 6435–6445 (2004).

Ono, T., Fang, Y., Spector, D. L. & amp Hirano, T. regulação espacial e temporal de Condensinas I e II na montagem de cromossomos mitóticos em células humanas. Mol. Biol. Célula 15, 3296–3308 (2004).

Maeshima, K. & amp Laemmli, U. K. A two-step scaffolding model for mitotic chromosome assembly. Dev. Célula 4, 467–480 (2003).

Wang, J. C. Cellular roles of DNA topoisomerases: a molecular perspective. Nature Rev. Mol. Cell Biol. 3, 430–440 (2002).

Bhalla, N., Biggins, S. & amp Murray, A. W. Mutation of YCS4, uma subunidade de condensina de levedura de brotamento, afeta o comportamento cromossômico mitótico e não-mitótico. Mol. Biol. Célula 13, 632–645 (2002).

Bhat, M. A., Philp, A. V., Glover, D. M. & amp Bellen, H. J. Chromatid segregation at anafase requer o estéril produto, uma nova proteína associada ao cromossomo que interage com a Topoisomerase II. Célula 87, 1103–1114 (1996).

Coelho, P. A., Queiroz-Machado, J. & amp Sunkel, C. E. A localização dependente de condensina da topoisomerase II para uma estrutura cromossômica axial é necessária para a resolução da cromátide irmã durante a mitose. J. Cell Sei. 116, 4763–4776 (2003).

Hudson, D. F., Vagnarelli, P., Gassmann, R. & amp Earnshaw, W. C. A condensina é necessária para a montagem da proteína não histona e integridade estrutural dos cromossomos mitóticos de vertebrados. Dev. Célula 5, 323–336 (2003).

Baxter, J. et al. O superenrolamento positivo do DNA mitótico conduz a decatenação pela topoisomerase II em eucariotos. Ciência 331, 1328–1332 (2011).

Charbin, A., Bouchoux, C. & amp Uhlmann, F. Condensin aids sister chromatid decatenation by topoisomerase II. Nucleic Acids Res. 42, 340–348 (2014).

D'Ambrosio, C., Kelly, G., Shirahige, K. & amp Uhlmann, F. A decatenação de rDNA dependente de condensina introduz um padrão temporal para a segregação de cromossomos. Curr. Biol. 18, 1084–1089 (2008).

Lieb, J. D., Albrecht, M. R., Chuang, P. T. & amp Meyer, B. J. MIX-1: um componente essencial do C. elegans a maquinaria mitótica executa a compensação da dosagem do cromossomo X. Célula 92, 265–277 (1998).

Meyer, B. J. Targeting X chromosomes for repression. Curr. Opiniões Genet. Dev. 20, 179–189 (2010).

Rawlings, J. S., Gatzka, M., Thomas, P. G. & amp Ihle, J. N. A condensação da cromatina através do complexo de condensina II é necessária para a quiescência das células T periféricas. EMBO J. 30, 263–276 (2011).

Duncan, I. W. Transvection effects in Drosófila. Annu. Rev. Genet. 36, 521–556 (2002).

Hartl, T. A., Smith, H. F. & amp Bosco, G. Chromosome direction and transvection are antagonized by condensin II. Ciência 322, 1384–1387 (2008).

Almedawar, S., Colomina, N., Bermudez-Lopez, M., Pocino-Merino, I. & amp Torres-Rosell, J. A. Etapa dependente de SUMO durante o estabelecimento da coesão cromátide irmã. Curr. Biol. 22, 1576–1581 (2012).

Stephan, A.K., Kliszczak, M., Dodson, H., Cooley, C. & amp Morrison, C.G. Mol. Célula. Biol. 31, 1369–1381 (2011).

McAleenan, A. et al. A SUMOilação da subunidade alfa-kleisina da coesina é necessária para a coesão induzida por danos no DNA. Curr. Biol. 22, 1564–1575 (2012).

Potts, P. R. & amp Yu, H. O complexo SMC5 / 6 mantém o comprimento dos telômeros em células de câncer ALT por meio da SUMOilação de proteínas de ligação aos telômeros. Nature Struct. Mol. Biol. 14, 581–590 (2007).

Takahashi, Y. et al. Cooperação de proteínas cromossômicas sumoiladas na manutenção de rDNA. PLoS Genet. 4, e1000215 (2008).

Wu, N. et al. A sumoilação de Scc1 por Mms21 promove a recombinação de cromátides irmãs por meio da neutralização de Wapl. Genes Dev. 26, 1473–1485 (2012).

Zhao, X. & amp Blobel, G. A. SUMO ligase é parte de um complexo multiproteico nuclear que afeta o reparo do DNA e a organização cromossômica. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 102, 4777–4782 (2005).

Zhao, X. & amp Blobel, G. Da capa: A SUMO ligase é parte de um complexo multiproteico nuclear que afeta o reparo do DNA e a organização cromossômica. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 102, 4777–4782 (2005).

Wolters, S. et al. Perda de Caenorhabditis elegans BRCA1 promove a estabilidade do genoma durante a replicação em mutantes smc-5. Genética 196, 985–999 (2014).

Lindroos, H. B. et al. A associação cromossômica do complexo Smc5 / 6 revela que ele funciona em vias reguladas de forma diferente. Mol. Célula 22, 755–767 (2006).

Pflumm, M. F. & amp Botchan, M. R. Orc mutants arrest in metaphase with anormalmente condensed chromosomes. Desenvolvimento 128, 1697–1707 (2001).

Bavner, A., Matthews, J., Sanyal, S., Gustafsson, J.A. & amp Treuter, E. EID3 é um novo membro da família EID e um inibidor da coativação dependente de CBP. Nucleic Acids Res. 33, 3561–3569 (2005).

Taylor, E. M., Copsey, A. C., Hudson, J. J., Vidot, S. & amp Lehmann, A. R. Identificação das proteínas, incluindo MAGEG1, que constituem o complexo de proteína humana SMC5-6. Mol. Célula. Biol. 28, 1197–1206 (2008).

Nasmyth, K. Cohesin: uma catenase com portas de entrada e saída separadas? Nature Cell Biol. 13, 1170–1177 (2011).

Gillespie, P. J. & amp Hirano, T. Scc2 acopla a licença de replicação à coesão cromátide irmã em Xenopus extratos de ovo. Curr. Biol. 14, 1598–1603 (2004).

Takahashi, T. S., Yiu, P., Chou, M. F., Gygi, S. & amp Walter, J. C. Recruitment of Xenopus Scc2 e coesina para cromatina requerem o complexo de pré-replicação. Nature Cell Biol. 6, 991–996 (2004).

Watrin, E. et al. O Scc4 humano é necessário para a ligação da coesina à cromatina, coesão da cromátide irmã e progressão mitótica. Curr. Biol. 16, 863–874 (2006).

Gandhi, R., Gillespie, P. J. & amp Hirano, T. Human Wapl é uma proteína de ligação à coesina que promove a resolução da cromátide irmã na prófase mitótica. Curr. Biol. 16, 2406–2417 (2006).

Kueng, S. et al. Wapl controla a associação dinâmica de coesina com cromatina. Célula 127, 955–967 (2006).

Rolef Ben-Shahar, T. et al. Acetilação de coesina dependente de Eco1 durante o estabelecimento da coesão da cromátide irmã. Ciência 321, 563–566 (2008).

Rowland, B. D. et al. Construindo a coesão da cromátide irmã: a acetilação smc3 neutraliza uma atividade antiestabelecimento. Mol. Célula 33, 763–774 (2009).

Sutani, T., Kawaguchi, T., Kanno, R., Itoh, T. & amp Shirahige, K. O complexo de levedura de brotamento Wpl1 (Rad61) -Pds5 neutraliza a reação de estabelecimento de coesão da cromátide irmã. Curr. Biol. 19, 492–497 (2009).

Unal, E. et al. Um determinante molecular para o estabelecimento da coesão da cromátide irmã. Ciência 321, 566–569 (2008).

Zhang, J. et al. A acetilação de Smc3 por Eco1 é necessária para a coesão da cromátide irmã da fase S em humanos e em leveduras. Mol. Célula 31, 143–151 (2008).

Lafont, A. L., Song, J. & amp Rankin, S. Sororin coopera com a acetiltransferase Eco2 para garantir a coesão da cromátide irmã dependente da replicação do DNA. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 107, 20364–20369 (2010).

Nishiyama, T. et al. Sororin medeia a coesão da cromátide irmã antagonizando Wapl. Célula 143, 737–749 (2010).

Rankin, S., Ayad, N. G. & amp Kirschner, M. W. Sororin, um substrato do complexo promotor da anáfase, é necessário para a coesão da cromátide irmã em vertebrados. Mol. Célula 18, 185–200 (2005).

Uhlmann, F. & amp Nasmyth, K. A coesão entre as cromátides irmãs deve ser estabelecida durante a replicação do DNA. Curr. Biol. 8, 1095–1101 (1998).

Lengronne, A. et al. Estabelecimento da coesão da cromátide irmã no S. cerevisiae bifurcação de replicação. Mol. Célula 23, 787–799 (2006).

Mayer, M. L., Gygi, S. P., Aebersold, R. & amp Hieter, P. Identification of RFC (Ctf18p, Ctf8p, Dcc1p): um complexo RFC alternativo necessário para a coesão da cromátide irmã em S. cerevisiae. Mol. Célula 7, 959–970 (2001).

Moldovan, G. L., Pfander, B. & amp Jentsch, S. PCNA controla o estabelecimento da coesão da cromátide irmã durante a fase S. Mol. Célula 23, 723–732 (2006).

Skibbens, R. V. Chl1p, uma proteína do tipo DNA helicase em levedura de brotamento, funções na coesão da cromátide irmã. Genética 166, 33–42 (2004).

Song, J. et al. A acetilação da coesina promove a coesão da cromátide irmã apenas em associação com a máquina de replicação. J. Biol. Chem. 287, 34325–34336 (2012).

Strom, L. et al. A formação pós-replicativa de coesão é necessária para o reparo e induzida por uma única quebra de DNA. Ciência 317, 242–245 (2007).

Unal, E., Heidinger-Pauli, J. M. & amp Koshland, D. As quebras de fita dupla de DNA desencadeiam a coesão da cromátide irmã em todo o genoma através de Eco1 (Ctf7). Ciência 317, 245–248 (2007).

Lyons, N. A. & amp Morgan, D. O. A destruição dependente de Cdk1 de Eco1 evita o estabelecimento de coesão após a fase S. Mol. Célula 42, 378–389 (2011).

Hauf, S., Waizenegger, I.C. & amp Peters, J.M. Cohesin cleavage by separase required for anafase and cytokinesis in human cells. Ciência 293, 1320–1323 (2001).

Schmidt, D. et al. Um papel independente de CTCF para a coesina na transcrição específica de tecido. Genome Res. 20, 578–588 (2010).

Liu, J. et al. Desregulação transcricional em NIPBL e células humanas mutantes de coesina. PLoS Biol. 7, e1000119 (2009).

Pauli, A. et al. Um papel direto para a coesina na regulação gênica e resposta da ecdisona em Drosófila glândulas salivares. Curr. Biol. 20, 1787–1798 (2010).

Schaaf, C.A. et al. Regulamento do Drosófila Intensificador de complexos de genes separados e gravados por invectados por proteínas de coesão de cromátides irmãs. PLoS ONE 4, e6202 (2009).

Zuin, J. et al. Cohesina e CTCF afetam diferencialmente a arquitetura da cromatina e a expressão gênica em células humanas. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 111, 996–1001 (2014).

Laloraya, S., Guacci, V. & amp Koshland, D. endereços cromossômicos do componente de coesina Mcd1p. J. Cell Biol. 151, 1047–1056 (2000).

Lengronne, A. et al. Relocação de coesina de locais de carregamento cromossômico para locais de transcrição convergente. Natureza 430, 573–578 (2004).

Tanaka, T., Cosma, M. P., Wirth, K. & amp Nasmyth, K. Identificação de locais de associação de coesina em centrômeros e ao longo dos braços dos cromossomos. Célula 98, 847–858 (1999).

Bernard, P. et al. Requisito de heterocromatina para coesão nos centrômeros. Ciência 294, 2539–2542 (2001).

Gullerova, M. & amp Proudfoot, N. J. Cohesin complex promove a terminação transcricional entre genes convergentes em S. pombe. Célula 132, 983–995 (2008).

Schmidt, C. K., Brookes, N. & amp Uhlmann, F. Conserved features of cohesin binding along fission yeast chromosomes. Genome Biol. 10, R52 (2009).

Deardorff, M. A. et al. As mutações HDAC8 na síndrome de Cornelia de Lange afetam o ciclo de acetilação da coesina. Natureza 489, 313–317 (2012).

Ono, T. et al. Contribuições diferenciais da condensina I e condensina II para a arquitetura cromossômica mitótica em células de vertebrados. Célula 115, 109–121 (2003).

Gerlich, D., Hirota, T., Koch, B., Peters, J. M. & amp Ellenberg, J. Condensin I estabiliza cromossomos mecanicamente por meio de uma interação dinâmica em células vivas. Curr. Biol. 16, 333–344 (2006).

Oliveira, R. A., Heidmann, S. & amp Sunkel, C. E. Condensina I liga-se à cromatina no início da prófase e exibe uma associação altamente dinâmica com Drosófila cromossomos mitóticos. Cromossomo 116, 259–274 (2007).

Hirano, T. Condensins: organizadores universais de cromossomos com funções diversas. Genes Dev. 26, 1659–1678 (2012).

Shintomi, K. & amp Hirano, T. A proporção relativa de condensina I para II determina as formas dos cromossomos. Genes Dev. 25, 1464–1469 (2011).

Lipp, J. J., Hirota, T., Poser, I. & amp Peters, J. M. Aurora B controla a associação de condensina I mas não de condensina II com cromossomas mitóticos. J. Cell Sei. 120, 1245–1255 (2007).

Takemoto, A. et al. Análise do papel de Aurora B no direcionamento cromossômico da condensina I. Nucleic Acids Res. 35, 2403–2412 (2007).

Abe, S. et al. A fase inicial da condensação cromossômica requer fosforilação mediada por Cdk1 da subunidade CAP-D3 da condensina II. Genes Dev. 25, 863–874 (2011).

St-Pierre, J. et al. A polo quinase regula a condensação do cromossomo mitótico por hiperativação da atividade de superenrolamento do DNA de condensina. Mol. Célula 34, 416–426 (2009).

D'Ambrosio, C. et al. Identificação de cis- locais de ação para o carregamento de condensina nos cromossomos de levedura em formação. Genes Dev. 22, 2215–2227 (2008).

Haeusler, R. A., Pratt-Hyatt, M., Good, P. D., Gipson, T. A. & amp Engelke, D. R. Clustering of levedura tRNA genes is mediated by specific association of condensin with tRNA gene transcription complexes. Genes Dev. 22, 2204–2214 (2008).

Tada, K., Susumu, H., Sakuno, T. & amp Watanabe, Y. A associação de condensina com a histona H2A forma cromossomos mitóticos. Natureza 474, 477–483 (2011).

Iwasaki, O., Tanaka, A., Tanizawa, H., Grewal, S. I. & amp Noma, K. Centromeric localization of dispersed Pol III genes in fission yeast. Mol. Biol. Célula 21, 254–265 (2010).

Kranz, A. L. et al. Análise de todo o genoma da ligação de condensina em Caenorhabditis elegans. Genome Biol. 14, R112 (2013).

Dawes, H.E. et al. Proteínas de compensação de dosagem direcionadas aos cromossomos X por um determinante do destino hermafrodita. Ciência 284, 1800–1804 (1999).

Davis, T. L. & amp Meyer, B. J. SDC-3 coordena a montagem de um complexo de compensação de dosagem no cromossomo X do nematóide. Desenvolvimento 124, 1019–1031 (1997).

Hsu, D. R. & amp Meyer, B. J. O gene dpy-30 codifica um componente essencial do Caenorhabditis elegans máquinas de compensação de dosagem. Genética 137, 999–1018 (1994).

Pferdehirt, R. R., Kruesi, W. S. & amp Meyer, B. J. An MLL / COMPASS subunit functions in the C. elegans complexo de compensação de dosagem para alvejar os cromossomos X para a regulação da transcrição da expressão gênica. Genes Dev. 25, 499–515 (2011).

Csankovszki, G., McDonel, P. & amp Meyer, B. J. Recruitment and spreading of the C. elegans complexo de compensação de dosagem ao longo dos cromossomos X. Ciência 303, 1182–1185 (2004).

Jans, J. et al. Um complexo de compensação de dosagem semelhante à condensina atua à distância para controlar a expressão em todo o genoma. Genes Dev. 23, 602–618 (2009).

McDonel, P., Jans, J., Peterson, B. K. & amp Meyer, B. J. Clustered DNA motifs marcam cromossomos X para repressão por um complexo de compensação de dosagem. Natureza 444, 614–618 (2006).

Torres-Rosell, J. et al. Os genes SMC5 e SMC6 são necessários para a segregação de regiões cromossômicas repetitivas. Nature Cell Biol. 7, 412–419 (2005).

Pebernard, S., Schaffer, L., Campbell, D., Head, S. R. & amp Boddy, M. N. A localização de Smc5 / 6 para centrômeros e telômeros requer heterocromatina e SUMO, respectivamente. EMBO J. 27, 3011–3023 (2008).

Katou, Y., Kaneshiro, K., Aburatani, H. & amp Shirahige, K. Abordagem genômica para a compreensão do aspecto dinâmico do comportamento cromossômico. Methods Enzymol. 409, 389–410 (2006).

Nakato, R., Itoh, T. & amp Shirahige, K. DROMPA: software de visualização e chamada de pico fácil de manusear para a análise computacional e validação de dados ChIP-seq. Células Genéticas 18, 589–601 (2013).

Poorey, K. et al. Medindo a dinâmica de interação da cromatina na segunda escala de tempo em genes de cópia única. Ciência 342, 369–372 (2013).

Zuin, J. et al. Um papel independente de coesina para NIPBL em promotores fornece insights sobre CdLS. PLoS Genet. 10, e1004153 (2014).

Auerbach, R. K. et al. Mapeamento de regiões de cromatina acessíveis usando Sono-Seq. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 106, 14926–14931 (2009).

Teytelman, L., Thurtle, D. M., Rine, J. & amp van Oudenaarden, A. Os loci altamente expressos são vulneráveis ​​à localização enganosa de ChIP de várias proteínas não relacionadas. Proc. Natl Acad. Sci. EUA 110, 18602–18607 (2013).

Dekker, J., Marti-Renom, M. A. & amp Mirny, L. A. Explorando a organização tridimensional dos genomas: interpretando os dados de interação da cromatina. Nature Rev. Genet. 14, 390–403 (2013).

Sergeant, J. et al. Composição e arquitetura do Schizosaccharomyces pombe Complexo Rad18 (Smc5-6). Mol. Célula. Biol. 25, 172–184 (2005).

Hopfner, K. P. et al. Biologia estrutural de Rad50 ATPase: controle conformacional conduzido por ATP no reparo de quebra de fita dupla de DNA e na superfamília ABC-ATPase. Célula 101, 789–800 (2000).

Lowe, J., Cordell, S. C. & amp van den Ent, F. Crystal structure of the SMC head domain: an ABC ATPase with 900 resíduos antiparallel coiled-coil inseridos. J. Mol. Biol. 306, 25–35 (2001).

Hirano, M. & amp Hirano, T. A dimerização mediada por dobradiça da proteína SMC é essencial para sua interação dinâmica com o DNA. EMBO J. 21, 5733–5744 (2002).

Yamazoe, M. et al. Formação de complexos de proteínas MukB, MukE e MukF envolvidas na partição de cromossomos em Escherichia coli. EMBO J. 18, 5873–5884 (1999).

Schleiffer, A. et al. Kleisins: uma superfamília de parceiros da proteína SMC bacteriana e eucariótica. Mol. Célula 11, 571–575 (2003).

Toth, A. et al. O complexo de coesina de levedura requer uma proteína conservada, Eco1p (Ctf7), para estabelecer a coesão entre as cromátides irmãs durante a replicação do DNA. Genes Dev. 13, 320–333 (1999).

Hartman, T., Stead, K., Koshland, D. & amp Guacci, V. Pds5p é uma proteína cromossômica essencial necessária para a coesão e condensação da cromátide irmã em Saccharomyces cerevisiae. J. Cell Biol. 151, 613–626 (2000).

Panizza, S., Tanaka, T., Hochwagen, A., Eisenhaber, F. & amp Nasmyth, K. Pds5 coopera com a coesina na manutenção da coesão da cromátide irmã. Curr. Biol. 10, 1557–1564 (2000).

Shintomi, K. & amp Hirano, T. Liberando coesina de braços cromossômicos no início da mitose: ações opostas de Wapl-Pds5 e Sgo1. Genes Dev. 23, 2224–2236 (2009).

Chan, K. L. et al. A porta de saída do DNA da Cohesin é distinta de sua porta de entrada e é regulada pela acetilação. Célula 150, 961–974 (2012).

Sutani, T. et al. Complexo de condensina de levedura de fissão: papéis essenciais de subunidades não SMC para condensação e fosforilação Cdc2 de Cut3 / SMC4. Genes Dev. 13, 2271–2283 (1999).

Freeman, L., Aragon-Alcaide, L. & amp Strunnikov, A. O complexo de condensina governa a condensação de cromossomos e a transmissão mitótica de rDNA. J. Cell Biol. 149, 811–824 (2000).

Amberg, D. C., Burke, D. J. & amp Strathern, J. N. Methods in Yeast Genetics. Manual do Curso de Laboratório Cold Spring Harbor (Cold Spring Harbor Laboratory Press, 2005).

Nairz, K. & amp Klein, F. mre11S - uma mutação de levedura que bloqueia o processamento de quebra de fita dupla e permite sinapses não homólogas na meiose. Genes Dev. 11, 2272–2290 (1997).

Csankovszki, G. et al. Controle de três complexos de condensina distintos C. elegans dinâmica cromossômica. Curr. Biol. 19, 9–19 (2009).

Pebernard, S. et al. O dímero Nse5-Nse6 medeia as funções de reparo do DNA do complexo Smc5-Smc6. Mol. Célula. Biol. 26, 1617–1630 (2006).

Palecek, J., Vidot, S., Feng, M., Doherty, A.J. & amp Lehmann, A.R. The Smc5-Smc6 DNA repair complex. ponte das cabeças Smc5-Smc6 pelas subunidades KLEISIN, Nse4 e não Kleisin. J. Biol. Chem. 281, 36952–36959 (2006).

Potts, P. R. & amp Yu, H. Human MMS21 / NSE2 é uma SUMO ligase necessária para o reparo do DNA. Mol. Célula. Biol. 25, 7021–7032 (2005).

Andrews, E. A. et al.Nse2, um componente do complexo Smc5-6, é uma SUMO ligase necessária para a resposta a danos no DNA. Mol. Célula. Biol. 25, 185–196 (2005).

Duan, X. et al. Arquitetura do Complexo Smc5 / 6 de Saccharomyces cerevisiae Revela uma interação única entre o subcomplexo Nse5-6 e as regiões de dobradiça de Smc5 e Smc6. J. Biol. Chem. 284, 8507–8515 (2009).


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