Em formação

Por que os genomas mitocondriais de animais são tão conservados e pequenos em comparação com os das plantas?


Fundo

Levings e Brown (1989):

Genomas mitocondriais de plantas superiores são muito maiores e mais complexos do que os de outros organismos. Eles variam em tamanho de cerca de 200 kb em espécies de Brassica a 2500 kb em melancia, que é substancialmente maior e mais variável do que DNAs mitocondriais de mamíferos (15-18 kb) ou fúngicos (18-78 kb) (mt)

Boore (1999):

O DNA mitocondrial animal é um genoma extracromossômico pequeno, normalmente com aproximadamente 16 kb de tamanho. Com poucas exceções, todos os genomas mitocondriais de animais contêm os mesmos 37 genes: dois para rRNAs, 13 para proteínas e 22 para tRNAs.

Pergunta

Por que os genomas mitocondriais de animais são tão conservados e tão pequenos em comparação com os das plantas?


Evolução do genoma mitocondrial em plantas parasitas

As plantas parasitas dependem de seu hospedeiro para cobrir suas necessidades nutricionais durante toda a vida ou uma parte menor dela. Dependendo do nível de parasitismo, uma redução proporcional no genoma do plastídio foi encontrada. No entanto, o conhecimento sobre a perda gênica e evolução do mitogenoma de plantas parasitas está disponível apenas para quatro hemiparasitários. Viscum espécies (Viscaceae), que carecem de muitos dos genes mitocondriais, enquanto os genes restantes exibem taxas de evolução molecular muito rápidas. Neste estudo, incluímos outro gênero, Phoradendron, das Viscaceae, bem como 10 outros taxa hemiparasitas ou holoparasitas de toda a filogenia das angiospermas para investigar como a evolução molecular rápida funciona em seus mitogenomas, e a extensão da perda de genes.

Resultados

Nossas observações de Viscum foram replicados em Liga Phoradendron, enquanto as plantas parasitas restantes no estudo têm um conjunto completo de genes mitocondriais centrais e exibem taxas de substituição moderadas ou apenas ligeiramente elevadas em comparação com a maioria dos taxa autotróficos, sem qualquer diferença estatisticamente significativa entre os diferentes grupos (autotróficos, hemiparasitas e holoparasitas). Além disso, outras evidências são fornecidas para a colocação de Balanophoraceae dentro da ordem Santalales, enquanto a colocação exata de Cynomoriaceae ainda permanece indefinida.

Conclusões

Nós examinamos o conteúdo do gene mitocondrial de 11 plantas hemiparasitárias e holoparasitárias e confirmamos observações anteriores em Viscaceae. Nós mostramos que as plantas parasitas restantes não têm taxas de substituição significativamente maiores do que as plantas autotróficas em seus genes mitocondriais. Fornecemos mais evidências para a colocação de Balanophoraceae nos Santalales.


Artigo ORIGINAL RESEARCH

Ruyi Wang 1,2, Xunhui Cai 3, Shengnan Hu 1,2, Ying Li 1,2, Yanjun Fan 1,2, Siqiao Tan 1,4, Qiyuan Liu 5 * e Wei Zhou 1,2 *
  • 1 Centro de Pesquisa de Engenharia e Tecnologia de Hunan para Análise e Tomada de Decisões de Big Data Agrícola, Changsha, China
  • 2 Laboratório Provincial de Hunan para Biologia e Controle de Doenças de Plantas e Pragas de Insetos, Faculdade de Proteção de Plantas, Universidade Agrícola de Hunan, Changsha, China
  • 3 Escola de Informação Eletrônica e Comunicações, Universidade Huazhong de Ciência e Tecnologia, Wuhan, China
  • 4 Hunan Engineer Research Center for Information Technology in Agriculture, Changsha, China
  • 5 Laboratório Chave de Fisiologia de Colheitas, Ecologia e Melhoramento Genético, Ministério da Educação, Faculdade de Agronomia, Universidade Agrícola de Jiangxi, Nanchang, China

Fundo: A esterilidade masculina citoplasmática (CMS) é um fenômeno complexo de esterilidade vegetal que pode produzir pólen não funcional. É causada por mutação, rearranjo ou recombinação no genoma mitocondrial. Até agora, as características estruturais sistemáticas das mudanças no genoma mitocondrial das linhas mantenedoras às linhas CMS não foram relatadas no tabaco.

Resultados: Os genomas mitocondriais dos botões de flores de ambas as linhas CMS e linhas de manutenção de dois Nicotiana tabacum cultivares (YY85, sYY85, ZY90 e sZY90) foram sequenciados usando a tecnologia PacBio e Illumina Hiseq, e vários resultados foram produzidos por análise comparativa com base no de novo sequenciamento. (1) Os genomas das linhas CMS eram maiores e as diferentes áreas eram, em sua maioria, regiões não codificantes. (2) Um grande número de regiões de rearranjo foi detectado nas linhas CMS, com muitas regiões de translocação. (3) Treze grupos de genes foram compartilhados pelos quatro genomas mitocondriais, entre os quais dois dos grupos de genes, nad2-sdh3 e nad6-rps4, estavam distantes um do outro nas linhas do CMS. (4) Trinta e três genes codificadores de proteínas foram conservados em quatro genomas mitocondriais. Contudo, nad3 foi detectada uma cópia adicional nas linhas de mantenedor, e diferenças de sequência foram reveladas nos quatro genes candidatos (atp6, cox2, nad2, e sdh3) É importante ressaltar que a árvore evolutiva baseada nos quatro genes poderia ser usada para distinguir bem as linhas CMS e as linhas de manutenção para os genomas mitocondriais sequenciados do tabaco. (5) Dezesseis CMS-specific open reading frames (ORFs) foram encontrados, três dos quais (orf91, orf115b, e orf100) foram relatados anteriormente. (6) As diferenças na intensidade da interação da proteína & # x2013proteína (PPI) em ATP6 foram ainda verificadas usando a análise de dois híbridos de levedura.

Conclusão: Embora a maioria das sequências, genes e grupos de genes fossem compartilhados pelos genomas mitocondriais do mantenedor e pelas linhas CMS no tabaco, extensas variações estruturais identificadas com análise abrangente com base nos genomas mitocondriais, incluindo rearranjo, ordem do gene, expansão do genoma mitocondrial e eventos de redução, podem estar relacionados ao CMS. Além disso, os genes candidatos à codificação de proteínas e ORFs específicos de CMS foram intimamente associados ao mecanismo de CMS. Experimentos de verificação de um dos genes candidatos foram realizados e a validade dos resultados de nossa pesquisa foi confirmada.


Introdução

As abelhas (Hymenoptera: Apoidea: Anthophila) são amplamente distribuídas e compreendem aproximadamente 20.000 espécies descritas [1]. Eles são considerados os polinizadores primários de angiospermas e desempenham um papel importante nos ecossistemas naturais e agrícolas [2–4]. Portanto, é importante ter um entendimento preciso de suas relações filogenéticas. No entanto, as relações de nível superior das abelhas permanecem controversas, como a linhagem basal das abelhas e as relações entre as abelhas de língua curta [1, 5-7].

As abelhas existentes são geralmente classificadas em sete famílias (Apidae, Megachilidae, Colletidae, Melittidae, Andrenidae, Halictidae e Stenotritidae) [3]. As famílias Apidae e Megachilidae claramente formam um grupo monofilético (ou seja, abelhas de língua longa) (Fig. 1A) [3, 8] com base na característica morfológica compartilhada de primeiro e segundo segmentos labiais palpais altamente modificados. As famílias de abelhas restantes são abelhas de língua curta, nas quais Colletidae foi proposto como o grupo irmão das famílias de abelhas restantes [9]. No entanto, alguns outros estudos sugeriram que Melittidae era irmã de outras abelhas ou um grupo parafilético do qual todas as abelhas restantes eram derivadas (Fig. 1B) [10-12]. Além disso, Andrenidae também foi sugerida como irmã do grupo contendo Halictidae, Colletidae e Stenotritidae (Fig. 1B), irmã de todas as outras abelhas, exceto Melittidae (Fig. 1C), ou irmã de Melittidae (Fig. 1D) [13].

(A) as abelhas foram divididas em abelhas de língua longa e abelhas de língua curta (B) Melittidae foi inferida como a linhagem basal de abelhas ou irmã de outras famílias de abelhas (C) e (D) Andrenidae foi sugerida como irmã de todas as outras abelhas exceto Melittidae ou irmã de Melittidae, respectivamente.

Embora a maioria dos estudos baseados na morfologia e nos genes nucleares sugiram que Melittidae era irmã de todas as outras famílias de abelhas, as abelhas restantes foram classificadas em dois grupos: (Apidae + Megachilidae) e (Andrenidae + (Halictidae + (Stenotritidae + Colletidae))) [ 3, 7, 12, 14-16], um estudo recente baseado em genomas mitocondriais completos (mitogenomas) apresentou as relações filogenéticas de (Apidae + (Colletidae + Melittidae)) (apenas três famílias de abelhas foram analisadas) [17]. Devido a algumas características únicas, como herança materna, alto número de cópias, genes ortólogos estritos, taxa acelerada de substituição de nucleotídeos e baixa taxa de recombinação, o mitogenoma foi amplamente utilizado para inferir a filogenia de insetos [18-21]. Portanto, a conclusão proposta por Kahnt et al. [17] pode ser razoável. O debate pode ser devido, em parte, à distribuição desequilibrada de mitogenomas entre as famílias de abelhas ou à história evolutiva diferente entre os genomas nuclear e mitocondrial.

Até o momento, apenas 12 mitogenomas completos foram sequenciados para abelhas (GenBank, 1 de dezembro de 2017), e as análises filogenéticas correspondentes ainda são limitadas. Neste estudo, apresentamos o primeiro mitogenoma completo de Andrenidae (Camélia andrena) Com todos os mitogenomas completos e quase completos de abelhas (62 espécies no total), uma série de análises filogenéticas foram conduzidas para 1) estimar a adequação dos mitogenomas para resolver relações de nível superior das abelhas e 2) avaliar os efeitos de diferentes conjuntos de dados, o tratamento Gblocks e os métodos de inferência nas análises filogenéticas mitocondriais.


Resultados

Organização Genoma

O genoma mitocondrial circular completo de Paraminabea aldersladei (Nº de acesso do GenBank <"type": "entrez-nucleotide", "attrs": <"text": "JX508792", "term_id": "404332516", "term_text": "JX508792" >> JX508792) é 19.886 bp de comprimento, o que o torna o segundo maior genoma mt conhecido para octocorais (tabela 1). Sua composição de base geral (A + T = 62,44%) é semelhante à de outros octocorais (intervalo = 62 & # x0221264%), e o genoma contém os 14 genes codificadores de proteínas típicos (nad1-6, nad4l, cox1-3, atp6, atp8, espiga, e o gene octocoral específico mtMutS), dois genes de RNA ribossômico (rnl e rns), e um RNA de transferência (trnM) (fig. 1 e tabela 2 trnM estrutura mostrada na fig. S1, material suplementar online). O comprimento adicional do P. aldersladei genoma é devido à presença de duas grandes regiões intergênicas (IGRs), uma (562 bp) localizada entre nad4 e nad5, e o outro (434 bp) entre espiga e mtMutS. Três outras regiões intergênicas também são relativamente grandes (nad4& # x02013nad4l: 106 bp nad6& # x02013trnM: 161 bp cox1& # x02013cox2: 167 bp) dois desses IGRs (nad4& # x02013nad4l, nad6& # x02013trnM) mais aquele entre cob-mtMutS representam novas junções gênicas não encontradas em genomas com o arranjo gênico octocoral mais comum (fig. 2 uma-UMA). Embora um quadro de leitura aberto de 540 bp tenha sido detectado dentro do nad4& # x02013nad5 IGR (posições 13529 & # x0221214068), a sequência de aminoácidos codificada não contém domínios conservados reconhecíveis, tornando seu status como uma proteína funcional questionável.

Genoma mitocondrial circular completo de Paraminabea aldersladei (Nº de acesso do GenBank <"type": "entrez-nucleotide", "attrs": <"text": "JX508792", "term_id": "404332516", "term_text": "JX508792" >> JX508792). As setas indicam a direção da transcrição. Os comprimentos das regiões intergênicas (IGRs) são indicados por números fora do círculo IGRs & # x0003e 100 bp estão sombreados.

Arranjos gênicos mitocondriais de Octocorallia. (uma) Os quatro arranjos de genoma octocoral previamente conhecidos. Os blocos de genes que são conservados entre as espécies são codificados por cores: rosa: bloco 1, cox1 & # x02013rns & # x02013nad1 & # x02013cob azul: bloco 2, nad6 & # x02013nad3 & # x02013nad4l amarelo: bloco 3, mtMutS & # x02013rnl & # x02013nad2 & # x02013nad5 & # x02013nad4 verde: bloco 4, trnM & # x02013cox3 & # x02013atp6 & # x02013atp8 & # x02013cox2. Ordem A do gene (Briareum asbestinum) é considerado ancestral. Setas e linhas pontilhadas mostram inversões de blocos necessários para gerar ordens de genes B (Keratoisidinae), C (Paracorallium japonicum), e D (Corallium konojoi) a partir de um. uma, b, localizações de repetições invertidas nos genomas C, D. A linha pesada abaixo dos nomes dos genes indica genes codificados na fita leve. (b) Ordem E do gene (Paraminabea aldersladei) hipotetizado como tendo surgido da ordem A do gene ancestral por inversão de longo alcance do bloco 2.

Mesa 2

Localizações e propriedades de genes codificados pelo Paraminabea aldersladei Genoma Mitocondrial

GenePosiçãoComprimento (bp)Coding StrandIniciar CodonParar CodonEspaço Intergênico
cox11 e # x0201315961,596HATGTAA40
rns1637 e # x020132680 a 1,044H& # x02014& # x0201455
nad12736 e # x020133707972HATGMARCAÇÃO57
espiga3765 e # x0201349311,167HATGMARCAÇÃO434
mtMutS5366 e # x0201383592,994HGTGTAA0
rnl8360 & # x0201310581 b 2,222H& # x02014& # x020140
nad210582 e # x0201311721 c 1,140HATGMARCAÇÃO& # x0221213
nad511709 e # x02013135261,818HATGMARCAÇÃO562
nad414089 e # x02013155371,449HATGTAA106
nad4L15644 e # x0201315937294euATGTAA35
nad315973 e # x0201316326354euATGMARCAÇÃO33
nad616360 e # x0201316908549euATA dTAA161
trnM17070 e # x020131714071eu& # x02014& # x0201439
cox317180 e # x0201317965786euATGMARCAÇÃO26
atp617992 e # x0201318699708euATGTAA20
atp818720 e # x0201318935216euATGMARCAÇÃO22
cox218958 e # x0201319719762euATGTAA167

N ota. & # X02014Codons em negrito são códons de início alternativos.

a Anotado por alinhamento com Park et al. (2012).

b A extremidade 5 'alinhada com Park et al. (2012) 3 'terminal desconhecido.

c Codon inicial inferido pelo alinhamento com McFadden et al. (2004) difere de Park et al. (2012).

d Alternativamente, o codão de iniciação ATG localizado na posição 16872 ver texto para discussão.

Mais notavelmente, a ordem do gene do P. aldersladei O genoma mt difere de todos os outros octocorais. Em relação à ordem de gene mais comum encontrada até o momento na maioria das espécies (fig. 2 uma-UMA), P. aldersladei sofreu uma translocação e inversão de um bloco de três genes [nad6& # x02013nad3& # x02013nad4l] que foi inserido entre nad4 e trnM com a direção da transcrição invertida (figs. 1 e & # x200B e 2 2 b-E). Nove genes são, portanto, codificados na fita pesada (cox1& # x02013rns& # x02013nad1& # x02013espiga& # x02013mtMutS& # x02013rnl& # x02013nad2& # x02013nad5& # x02013nad4) com os oito genes restantes codificados na fita de luz (nad4l& # x02013nad3& # x02013nad6& # x02013trnM& # x02013cox3& # x02013atp6& # x02013atp8& # x02013cox2) ( mesa 2 ). A análise da polarização da composição de base usando o método DNA-Walk de Lobry & # x02019s (1996) revela duas reversões abruptas na direção (figura suplementar S2, Material Suplementar online), uma das quais se enquadra no cox1& # x02013cox2 IGR que foi inferido ser a origem de replicação (oriH) em outros genomas mt octocorais (Brugler e France 2008 Uda et al. 2011) e corresponde à reversão na orientação transcricional. Várias estruturas de haste-laço estáveis ​​foram encontradas dentro do cox1& # x02013cox2 IGR, um dos quais (nas posições 19857 e # x0221219882) (figura suplementar S3, Material suplementar online) tem uma sequência quase idêntica a uma estrutura haste-alça encontrada em Briareum que foi inferida como associada à origem de replicação (Brugler e França 2008). A reversão do viés da segunda composição de base ocorre dentro do nad4& # x02013nad4l IGR, também coincidente com o ponto em que a direção da transcrição é invertida. Uma estrutura de haste-alça estável foi encontrada dentro deste IGRs, embora não tivesse uma alça rica em T característica dos locais de reconhecimento primase do mtDNA. Brugler e França (2008) sugeriram que oriL estava localizado dentro do nad4& # x02013nad4l IGRs de Keratoisidinae BAL208-1 nessa espécie também, o nad4& # x02013nad4l IGR representa o ponto de transição entre os genes codificados nas cadeias pesadas e leves. Nenhuma repetição invertida foi detectada dentro do P. aldersladei genoma, e nenhuma repetição em tandem foi encontrada dentro de qualquer ori putativo, uma repetição em tandem de 15 bp foi, no entanto, encontrada dentro do cob-mtMutS IGR (posições 4968 e # x022124997).

Genes codificadores de proteínas

Todos os genes codificadores de proteínas encontrados no P. aldersladei O genoma mt é semelhante ou exatamente do mesmo tamanho que aqueles encontrados em outros octocorais (Park et al. 2012), e todos terminam com TAG ou TAA (tabela 2). Ao contrário de outros octocorais, no entanto, em que cox1 foi inferido que termina em CTTT com a adição de duas adeninas 3 ', P. aldersladei tem um códon de parada TAA na posição 1594 & # x022121596. Embora a maioria das sequências codificadoras de proteínas em P. aldersladei iniciar com ATG, um códon de início alternativo foi inferido para mtMutS e também para nad6. P. aldersladei tem GTG na posição homóloga ao códon de início ATG de mtMutS GTG é comumente usado como um códon de início alternativo em outros genomas mt cnidários (por exemplo, Kayal et al. 2012). O códon inicial para nad6 não está claro. Um ATG nas posições 16870 & # x0221216872 tem 17 aminoácidos a jusante da localização do ATG que se infere representar o códon de início em outros octocorais. A conservação de todos os resíduos imediatamente após um ATA nas posições 16906 & # x0221216908, no entanto, sugere que, como um possível códon de início alternativo, está apenas cinco aminoácidos a jusante. O uso de ATA como códon inicial foi sugerido anteriormente em vários outros genomas mitocondriais cnidários (Beaton et al. 1998 van Oppen et al. 2000), mas ainda não foi confirmado por estudos de expressão de proteínas.

Análise filogenética

A análise combinada de mtMutS, cox1 e 28S As sequências de rDNA (comprimento total de alinhamento de 2535 bp) produziram uma árvore filogenética que é semelhante em muitos aspectos àquela obtida anteriormente usando apenas sequências de genes mitocondriais (mtMutS+nad2) e um conjunto menor de táxons (McFadden et al. 2006). As análises de probabilidade máxima e bayesiana geraram topologias de árvore idênticas e diferiram apenas em graus de suporte para alguns dos nós mais profundos dentro da árvore (fig. 3) em geral, a análise bayesiana foi menos conservadora, suportando alguns nós que não eram bem suportados pelo máximo probabilidade.

Árvore filogenética de Octocorallia com base na análise de máxima verossimilhança de dados de sequência combinada para cox1, mtMutS, e 28S rDNA. Taxa para os quais a ordem do gene mitocondrial é conhecida são mostrados na cor: vermelho: ordem do gene A verde: B azul escuro: C azul claro: D roxo: E. Círculos nos nós indicam valores de suporte: círculo sólido: valor de bootstrap ML & # x0003e 70 %, Pp Bayesiano & # x0003e 95 círculo aberto: valor de bootstrap de ML & # x0003c 70%, pp Bayesiano & # x0003e 95. Alguns clados com forte suporte (pp Bayesiano & # x0003e 95) foram reduzidos em triângulos para melhorar a legibilidade. Círculos grandes denotam os principais clados definidos em McFadden et al. (2006). CP, Calcaxonia-Pennatulacea HA, Holaxonia-Alcyoniina AC, Anthomastus-Corallium. A árvore está enraizada em Hexacorallia, taxa de grupos externos não mostrados.

A filogenia recupera os mesmos clados principais encontrados em análises filogenéticas moleculares anteriores de Octocorallia (Berntson et al. 2001 McFadden et al. 2006). Dois grandes clados são recuperados com suporte moderado a forte: Holaxonia-Alcyoniina (ML bootstrap = 95%, Bayesian pp = 0,99), compreendendo a maioria das famílias e gêneros da ordem Alcyonacea pertencentes aos grupos sub-ordinais Holaxonia (gorgônias), Alcyoniina (corais moles), e Stolonifera (octocorais estoloníferos) e Calcaxonia-Pennatulacea (ML bootstrap = 63%, Bayesian pp = 0,99), compreendendo as ordens Pennatulacea (penas do mar), Helioporacea (coral azul) e a subordem alcyonacean Calcaxonia (principalmente gorgônias de águas profundas). Dois clados menores, Anthomastus-Corallium (ML bootstrap = 94%, Bayesian pp = 1,0) e um clado de alcyonáceos pertencentes principalmente ao grupo sub-ordinal Scleraxonia (ML bootstrap = 74%, Bayesian pp = 0,99) estão fora de Holaxonia-Alcyoniina, mas suas relações com um outro e para Calcaxonia-Pennatulacea permanecem sem solução (fig. 3). A família Stoloniferan Cornulariidae, não incluída nas análises anteriores, é o grupo irmão de todos os outros Octocorallia.

Evolução da Ordem dos Genes Mitocondriais em Octocorallia

Espécies com a ordem de genes mitocondrial mais comum (fig. 2 uma-A) são encontrados em ambos os principais clados de octocorais, bem como no clado de escleraxonia na base da árvore (fig. 3). Até o momento, a ordem de gene A é a única ordem de gene encontrada no grande clado Holaxonia-Alcyoniina. A ordem do gene A também ocorre em Briareum (Escleraxonia), Renilla (Pennatulacea) e Junceella (Calcaxonia: Ellisellidae).

As quatro ordens alternativas de genes que foram documentadas até o momento (fig. 2, B & # x02013E) estão todas dentro da Calcaxonia (subfamília Keratoisidinae) ou Anthomastus-Corallium clados (Corallium konojoi, Paracorallium japonicum, e Paraminabea aldersladei) (fig. 3). É particularmente notável que três novas ordens de genes são encontradas entre os aproximadamente nove gêneros que são conhecidos por pertencerem aos pequenos Anthomastus-Corallium clado. Dentro deste clado, Paragorgia cf. Coralloides também compartilha a ordem D do gene com C. konojoi (Thoma J, Brugler, MR, France SC, comunicação pessoal). Tentativas bem-sucedidas de amplificar por PCR através de novas junções gênicas (por exemplo, cob-mtMutS ou nad4-nad4l) sugerem que outra espécie neste clado, Notodysiferus dhondtae, pode compartilhar a ordem do gene E com P. aldersladei, embora esse resultado ainda não tenha sido confirmado por sequenciamento (S. Brockman, dados não publicados). Sequenciamento em todo o nad4l& # x02013mtMutS e cox1& # x02013cox2 junções gênicas indicam, no entanto, que Eleutherobia flammicerebra, várias espécies do gênero Anthomastus, e um gênero não descrito de Alcyoniidae incluído em McFadden et al. (2006) (Alcyoniidae n. Gen. WAM <"type": "entrez-nucleotide", "attrs": <"text": "Z13105", "term_id": "24642", "term_text": "Z13105"> > Z13105) não compartilham as ordens do gene C, D ou E com outros membros do clado, mas muito provavelmente retêm a ordem do gene A (fig. 4).

Cladograma de Calcaxonia-Pennatulacea e Anthomastus-Corallium clados de Octocorallia mostrando estados ancestrais inferidos de clados (letras circuladas) e pontos nos quais ocorreram rearranjos do genoma (barras coloridas). As letras A & # x02013E referem-se aos cinco arranjos de genes mostrados na figura 2, as barras coloridas correspondem aos blocos de genes conservados 1 & # x022124 (a linha pesada abaixo dos números indica blocos de genes codificados na fita leve). As letras circuladas ao lado dos nomes dos táxons indicam a ordem do gene como conhecida a partir de sequências completas do genoma mt (círculos sombreados) ou inferida a partir da triagem de junções gênicas (círculos abertos).


Consequências e implicações do CoRR

The Energetics of Genome Complexity.

Lane e Martin (88) perguntam por que os procariontes não evoluíram para corresponder ao tamanho e à complexidade dos eucariotos. Eles propõem que a resposta está na compartimentação intracelular da transdução de energia: isto é, na mitocôndria, características definidoras das células eucarióticas (89). Lane e Martin propõem que a demanda de energia para a expressão do gene, juntamente com a simples restrição da área de superfície para o volume, define um limite para o tamanho das células procarióticas (88). Com o advento das mitocôndrias, cada mitocôndria sendo tão restrita em tamanho quanto uma bactéria, a célula eucariótica foi capaz de multiplicar as mitocôndrias e aumentar muito seu tamanho e número de genes. Em apoio a esta proposta, Lane e Martin resumem os dados sobre a taxa de respiração, tamanho da célula e tamanho do genoma em uma variedade de bactérias e eucariotos (88). Sua ampla conclusão é que uma bactéria dimensionada para o volume, forma e tamanho do genoma de um protozoário representativo teria uma redução de cerca de 200.000 vezes na potência disponível por gene. Genomas grandes o suficiente para suportar a complexidade das células eucarióticas são, portanto, metabolicamente e energeticamente impossíveis sem várias cópias de organelas internas dedicadas que abrigam membranas de transdução de energia que sintetizam ATP para expressão gênica, particularmente síntese de proteínas. Lane e Martin apóiam a proposta de que o DNA mitocondrial existe para permitir a regulação redox da expressão gênica, enquanto observam que a replicação do DNA e a síntese dos componentes da cadeia respiratória podem então ser otimizados por mitocôndrias individuais para corresponder às suas condições ambientais intracelulares específicas (88). Um pré-requisito para a multicelularidade não é apenas a mitocôndria, mas a localização do genoma mitocondrial com a cadeia respiratória que ele codifica.

Evolução convergente do conteúdo do gene da proteína ribossomal em genomas de plastídio e mitocondrial.

A hipótese do CoRR, conforme formulada originalmente (1) e posteriormente desenvolvida (4), não faz nenhuma previsão sobre o controle redox de genes do sistema genético localizados em organelas. De fato, a expressão do gene da proteína ribossômica do cloroplasto foi considerada independente de redox nos experimentos de Pfannschmidt et al. (27, 28), em contraste com a acentuada dependência redox da transcrição do gene do centro de reação fotossintética.

A partir de comparações de sequências do genoma, Maier et al. (90) relatam a conservação de genes para o mesmo subconjunto conservado de proteínas ribossomais em mitocôndrias e cloroplastos (Fig. 4). Como os cloroplastos e as mitocôndrias têm origens independentes, essa observação indica evolução convergente, com a seleção natural operando na localização do gene. Em comparação com Escherichia coli, Maier et al. observe que as proteínas conservadas estão implicadas na montagem da subunidade ribossômica 30S e 50S e na ligação inicial do rRNA (90). Maier et al. propõem que a presença desses genes no DNA de organelas aumenta sua função na síntese de ribossomos, ao passo que a necessidade de ribossomos de organelas em primeiro lugar é suficientemente explicada pelo CoRR.

Evolução convergente do conteúdo gênico em mitocôndrias e cloroplastos. Os ancestrais de ambas as organelas eram procariontes com genomas que codificam cerca de 5.000 genes. Durante o curso da endossimbiose, os genes são transferidos de cada organela para o genoma nuclear do hospedeiro, e os produtos gênicos correspondentes são importados de volta para as organelas. O tamanho inicial do genoma de cerca de 5.000 genes diminuiu para 3-67 genes nas mitocôndrias e 23-200 genes nos cloroplastos. A codificação de cores dentro dos compartimentos na parte inferior da figura ilustra a evolução convergente dos genes retidos nas duas organelas bioenergéticas: genes para componentes de fosforilação oxidativa, fotossíntese e proteínas das subunidades ribossômicas 50S e 30S. Os genes codificados por organelos são de cor marrom para mitocôndrias e verde para plastídeos. TIC / TOC, translocador de proteína da membrana interna / externa do cloroplasto TIM / TOM, translocador de proteína da membrana mitocondrial interna / externa. Esquemas para fosforilação oxidativa e fotossíntese são adaptados da ref. 4. Reproduzido da ref. 90

Conteúdo do cloroplasto e do genoma mitocondrial.

Em eucariotos fotossintéticos, o DNA do cloroplasto codifica entre 80 e 200 proteínas, muito menos de 1% das proteínas da célula e muito menos de 10% das proteínas do cloroplasto, para as quais o sistema citosólico nuclear de uma planta superior fornece com sucesso cerca de 3.000 proteínas para importação (91). Um subconjunto comum de menos de 50 genes do cloroplasto codifica proteínas de apenas cinco classes funcionais: fotossistema I, fotossistema II, transporte de elétrons secundários e síntese de ATP, subunidades ribossômicas e RNA polimerase e a subunidade grande de Rubisco. Todas as mitocôndrias que contêm uma cadeia respiratória também contêm um genoma. O DNA mitocondrial normalmente codifica entre 3 e 63 proteínas (92) em metazoários, o número é 13 (93). Entre os genomas mitocondriais menores estão os de Plasmodium spp., Toxoplasma gondii, e o dinoflagelado basal Oxyrrhis marina. Esses genomas mitocondriais codificam três polipeptídeos: apocitocromo b e duas subunidades, I e III, da citocromo oxidase. Embora as faixas de conteúdo gênico em organelas bioenergéticas indiquem fatores adicionais que devem ser considerados em linhagens específicas, a retenção universal de genes para componentes centrais da transdução de energia quimiosmótica é consistente com a hipótese do CoRR. O CoRR também pode ser responsável pela seleção e evolução convergente que retém, por exemplo, genes da subunidade do complexo respiratório II na mitocôndria de eucariotos apenas muito distantemente relacionados (94).


Conclusões

MtDNAs de seis isolados de A. stygium variavam de 132 a 147 kb em tamanho e continham os mesmos conjuntos de genes conservados de codificação de proteínas, tRNA e rRNA, e compartilhavam o mesmo arranjo e orientação de genes. Esses seis genomas variaram muito na distribuição e no conteúdo do íntron. A comparação de íntrons dentro do mesmo local de inserção demonstrou a formação de alguns íntrons complexos, como twintrons e íntrons sem ORF. Os íntrons complexos sofreram não apenas inserção / deleção de íntrons, mas também inserção / deleção de fragmentos curtos, como pequenas repetições invertidas. Movimentos de fragmentos curtos dentro de um íntron podem afetar ou impedir a atividade dos íntrons, o que pode causar o acúmulo de íntrons nos genomas mitocondriais e aumentar seu tamanho.


RESULTADOS

Recuperação de novas sequências de AOX de animais usando bioinformática

A identificação bioinformática de AOX (consulte Materiais e métodos) resultou em 25 sequências de AOX de animais, incluindo 18 sequências que foram relatadas anteriormente (McDonald e Vanlerberghe, 2004 McDonald e Vanlerberghe, 2006) (Tabela 1). As sequências da proteína AOX foram inferidas dos genes AOX nos genomas de Branchiostoma floridae Hubbs, C. intestinalis, Capitella sp. I Fabricius 1780, Nematostella vectensisStephenson e de um AOX completo sequenciado de C. gigas por amplificação rápida de extremidades de cDNA (RACE) (G.C.V., S. Amirsadeghi, A.E.M., D. Y. Zhao e R. E. Harrison, não publicado). Um alinhamento de sequência múltipla dessas proteínas mostrou que elas compartilhavam várias características (Fig. 2) que distinguem AOXs animais daqueles de membros da linhagem verde (Chlamydomonas reinhardtii Dangeard, Astasia longa Pringsheim, Trypanosoma brucei brucei Gruby), a linhagem vermelha (Pythium aphanidermatumEdson 1923), um protista de vida livre (Dictyostelium discoideum Raper), um fungo (Neurospora crassa Shear e Dodge), duas bactérias (Novosphingobium aromaticivorans Balkwill 1997, Vibrio fischeri Beijerinck 1889) e duas plantas (Zea mays Linnaeus, Arabidopsis thaliana Linnaeus Heynh.) (Fig. 2). Em particular, os AOXs animais não têm um resíduo de cisteína N-terminal presente nas enzimas de angiosperma (Fig. 2). Os AOXs animais têm um motivo C-terminal característico que é diferente de outras proteínas AOX (Fig. 2, detalhes abaixo). Usando esta ferramenta de diagnóstico, foi determinado que os AOXs identificados a partir de Trichoplax adhaerens Schulze, Oscarella carmela Vosmaer, Aplysia californica Tanoeiro, Molgula tectiformis Nishikawa e C. savignyi estão genuíno AOXs de animais. Outros AOXs animais putativos foram identificados a partir de sequências parciais (Tabela 1), mas as regiões C-terminais estão ausentes e, portanto, mais dados devem ser coletados antes que sua origem possa ser determinada definitivamente.

Um resumo das sequências de oxidase alternativa animal (AOX) recuperadas usando bioinformática

Phylum. Espécies. Banco de dados e identificador. Citação ou página da web relevante.
Placozoa Trichoplax adhaerensNCBI NZ_ABGP01000201 350281-351960 Srivastava et al., 2008
Porifera Oscarella CarmelaNCBI EC370323 Nichols et al., 2006
Reniera sp. NCBI 858481109 www.jgi.doe.gov/sequencing/why/3161.html
Cnidaria Acropora milleporaNCBI DY587694 Technau et al., 2005
Clytia hemisphaericaNCBI CU430547 Não aplicável
Hydra magnipapillataNCBI 668978988 Não aplicável
Nematostella vectensis * NCBI XM_001635879 Putnam et al., 2007
Nematoda Meloidogyne haplaNCBI BM901810 Martin et al., 2009
Pratylenchus vulnusNCBI CV200442 Martin et al., 2009
Annelida Capitella sp. * Genoma JGI http://genome.jgi-psf.org/Capca1/Capca1.home.html
Alvinella PompejanaNCBI GO114366 www.jgi.doe.gov/sequencing/why/3135.html
Molusca Aplysia californicaNCBI EB344940 Moroz et al., 2006
Crassostrea gigas * NCBI FJ607013 Gueguen et al., 2003
Crassostrea virginicaNCBI CD649081 Não aplicável
Ilyanassa obsoletaNCBI FK717789 Não aplicável
Lottia giganteaGenoma JGI http://genome.jgi-psf.org/Lotgi1/Lotgi1.home.html
Lymnaea stagnalisNCBI ES576122 Não aplicável
Mytilus californianusNCBI ES402065 Não aplicável
Mytilus galloprovincialisNCBI FL489835 Venier et al., 2009
Echinodermata Strongylocentrotus purpuratus * NCBI XM_001192213 Sodergren et al., 2006
Hemichordata Saccoglossus kowalevskiiNCBI 1698837910 Não aplicável
Chordata Branchiostoma floridae * Genoma JGI Putnam et al., 2008
Ciona intestinalis * Genoma TIGR Dehal et al., 2002
Ciona savignyiGenoma TIGR www.genome.wi.mit.edu/annotation/ciona/background.html
Molgula tectiformisNCBI CJ360866 Gyoja et al., 2007
Phylum. Espécies. Banco de dados e identificador. Citação ou página da web relevante.
Placozoa Trichoplax adhaerensNCBI NZ_ABGP01000201 350281-351960 Srivastava et al., 2008
Porifera Oscarella CarmelaNCBI EC370323 Nichols et al., 2006
Reniera sp. NCBI 858481109 www.jgi.doe.gov/sequencing/why/3161.html
Cnidaria Acropora milleporaNCBI DY587694 Technau et al., 2005
Clytia hemisphaericaNCBI CU430547 Não aplicável
Hydra magnipapillataNCBI 668978988 Não aplicável
Nematostella vectensis * NCBI XM_001635879 Putnam et al., 2007
Nematoda Meloidogyne haplaNCBI BM901810 Martin et al., 2009
Pratylenchus vulnusNCBI CV200442 Martin et al., 2009
Annelida Capitella sp. * JGI genome http://genome.jgi-psf.org/Capca1/Capca1.home.html
Alvinella pompejanaNCBI GO114366 www.jgi.doe.gov/sequencing/why/3135.html
Mollusca Aplysia californicaNCBI EB344940 Moroz et al., 2006
Crassostrea gigas * NCBI FJ607013 Gueguen et al., 2003
Crassostrea virginicaNCBI CD649081 Não aplicável
Ilyanassa obsoletaNCBI FK717789 Não aplicável
Lottia giganteaJGI genome http://genome.jgi-psf.org/Lotgi1/Lotgi1.home.html
Lymnaea stagnalisNCBI ES576122 Não aplicável
Mytilus californianusNCBI ES402065 Não aplicável
Mytilus galloprovincialisNCBI FL489835 Venier et al., 2009
Echinodermata Strongylocentrotus purpuratus * NCBI XM_001192213 Sodergren et al., 2006
Hemichordata Saccoglossus kowalevskiiNCBI 1698837910 Não aplicável
Chordata Branchiostoma floridae * JGI genome Putnam et al., 2008
Ciona intestinalis * TIGR genome Dehal et al., 2002
Ciona savignyiTIGR genome www.genome.wi.mit.edu/annotation/ciona/background.html
Molgula tectiformisNCBI CJ360866 Gyoja et al., 2007

Sequences marked with an asterisk are complete protein coding sequences,all others are partial sequences

A multiple sequence alignment of full-length alternative oxidase (AOX)proteins from a variety of species and kingdoms. The binding positions of the designed degenerate animal AOX primers are indicated by the arrows above the alignment. The conserved regulatory cysteine of angiosperm AOX proteins is denoted by a star. A C-terminal region of the AOX protein that is diagnostic of animal AOXs is denoted by the bracket. Animal species are listed in black,red lineage organisms in red, green lineage organisms in green, fungi and slime mould in blue and bacteria in tan.

A multiple sequence alignment of full-length alternative oxidase (AOX)proteins from a variety of species and kingdoms. The binding positions of the designed degenerate animal AOX primers are indicated by the arrows above the alignment. The conserved regulatory cysteine of angiosperm AOX proteins is denoted by a star. A C-terminal region of the AOX protein that is diagnostic of animal AOXs is denoted by the bracket. Animal species are listed in black,red lineage organisms in red, green lineage organisms in green, fungi and slime mould in blue and bacteria in tan.

We determined that the AOX sequence from the animal Hydra magnipapillata Ito is not of animal origin but appears to be from a higher plant source. This may represent a horizontal gene transfer event from a symbiont to the Hidra as was recently proposed for a plant-like peroxidase gene (Habetha and Bosch,2005). It may also be the result of contamination of the animal sample with external material during collection or processing and illustrates the need for caution when interpreting data collected from public databases.

Recovery of novel animal AOX sequences using RT-PCR

Degenerate animal AOX RT-PCR primers were tested on C. gigas,which is known to contain an AOX transcript(McDonald and Vanlerberghe,2004). Primer Set #1 (see Materials and methods) did not amplify a product whereas Primer Set #2 amplified a ∼400 bp cDNA, which was confirmed to be AOX by sequencing (see Fig. S1 in supplementary material). To ascertain if the primer pair would work in other species, we used RNA from the Eastern oyster Crassostrea virginica Gmelin 1791 and a freshwater sponge Ephydatia muelleri Lieberkuhn 1855. Primer Set #2 amplified an AOX sequence from both species (see Fig. S1 in supplementary material). o C. virginica AOX sequence matched a partial sequence identified by bioinformatics (Tables 1 and 2). The AOX from E. muelleri was novel and most similar to other sponge sequences recovered by bioinformatics (Tables 1 and 2). The primers were also able to amplify AOX from two bivalve molluscs: the northern quahog Mercenaria mercenaria Linnaeus and the cockle Anadara ovalis Bruguiere(Table 2). Therefore, RT-PCR using the degenerate animal AOX primers identified three novel animal AOX sequences that were not present in public molecular databases and therefore could not be recovered using bioinformatics(Table 2).

A summary of animal alternative oxidase (AOX) sequences recovered by RT-PCR with animal degenerate primers designed to amplify a 400 bp product

Phylum . Species . NCBI identifier . Reference .
Porifera Ephydatia muelleriFJ607015 Present study
Mollusca Anadara ovalisFJ607014 Present study
Crassostrea gigasFJ177509 McDonald and Vanlerberghe,2004 G.C.V., S. Amirsadeghi, A.E.M., D. Y. Zhao and R. E. Harrison, unpublished present study
Crassostrea virginicaFJ607013 Present study
Mercenaria mercenariaFJ607016 Present study
Phylum . Species . NCBI identifier . Reference .
Porifera Ephydatia muelleriFJ607015 Present study
Mollusca Anadara ovalisFJ607014 Present study
Crassostrea gigasFJ177509 McDonald and Vanlerberghe,2004 G.C.V., S. Amirsadeghi, A.E.M., D. Y. Zhao and R. E. Harrison, unpublished present study
Crassostrea virginicaFJ607013 Present study
Mercenaria mercenariaFJ607016 Present study

Characteristics of animal AOX protein sequences

MitoProt II software (Claros and Vincens, 1996) predicts that the AOX of C. intestinalishas a 0.8855 probability of mitochondrial import. This prediction is supported by recent work that shows that this AOX localizes to mitochondria when expressed in human kidney cells (Hakkaart et al., 2005). This software calculates a probability of 0.8691 that C. gigas AOX will also localize to mitochondria. We therefore predict that all animal AOXs will be mitochondrial proteins.

A multiple sequence alignment of animal AOX proteins from several phyla shows that all of the glutamate and histidine iron-binding residues(Berthold and Stenmark, 2003)are absolutely conserved (see Fig. S2 in supplementary material). As noted above, animal AOXs possess a C-terminal N-P-[YF]-X-P-G-[KQE] motif that is not present in AOX proteins from other kingdoms (see Fig. S2 in supplementary material). This region therefore represents a diagnostic tool for the identification of animal AOX proteins.

One region of interest is the epitope recognized by the widely used AOX antibody (AOA) (Elthon et al.,1989 Finnegan et al.,1999). An alanine in position 2 of this sequence must be present for the antibody to recognize an AOX protein(Finnegan et al., 1999). All animal AOX proteins for which data exist have an alanine in this position (see Fig. S2 in supplementary material). Several of the animal AOX proteins differ from plant AOXs at position 9 of this sequence but such alterations are also present in algal, fungal and protistan AOXs that cross-react with the AOA antibody (Finnegan et al.,1999) therefore, we predict that AOA will recognize most animal AOX proteins.

Taxonomic distribution and expression of animal AOX sequences

Combining bioinformatics and RT-PCR yielded 28 putative animal AOX sequences (Tables 1 and 2). AOX was found in the genome of T. adhaerens, one of the few identified members of the Placozoa(Table 1). AOX is in three species belonging to Porifera (Table 1). Bioinformatics found AOX sequences in the marine demosponges O. carmela e Reniera sp. Schmidt. These represent mRNAs isolated from whole tissue containing embryos and from different developmental stages (Nichols et al., 2006)(see Table S1 in supplementary material). RT-PCR using degenerate animal AOX primers recovered an AOX sequence from the freshwater demosponge E. muelleri (see Fig. S1 in supplementary material Table 2). AOX in the Cnidaria includes two anthozoans, the coral Acropora millepora Ehrenberg 1834 and the starlet sea anemone N. vectensis, and two hydrozoans Clytia hemisphaerica Linnaeus 1767 and H. magnipapillata(Table 1). As noted above we suspect the H. magnipapillata sequence(Table 1) is not animal in origin. No N. vectensis, expressed sequence tags (ESTs) indicate that AOX is expressed throughout development, including the larval stage(Putnam et al., 2007) (see Table S1 in supplementary material). Our degenerate primers did not recover cDNAs in Xenia sp. Lamarck (coral), the anemones Metridium senile Linnaeus 1761 and Tealia feline Linnaeus 1761, the jellyfish Eutonina indicans Romanes 1876 or the hydrozoan Obelia sp. Peron and Lesueur.

In bilateral animals, members of both the Protostomia and Deuterostomia contain AOX. In the Lophotrochozoa, AOX is found in several molluscs(Table 1). AOX is present in the gastropods A. californica, Ilyanassa obsoleta Say 1822, Lottia gigantea Sowerby and Lymnaea stagnalis Linneaus(Table 1). AOX is also present in several bivalves including C. gigas (Pacific oyster), C. virginica (Eastern oyster), the northern quahog M. mercenaria,the California mussel Mytilus californianus Conrad, the Mediterranean mussel Mytilus galloprovincialis Lamarck and the cockle A. ovalis (Tables 1 and 2). Prior work in C. gigas detected AOX transcripts in the gill, heart, adductor muscle,hemolymph and mantle tissues (McDonald and Vanlerberghe, 2004). EST data indicate that AOX is detected in C. gigas exposed to sewage or bacterial challenge(Medeiros et al., 2008 Roberts et al., 2009) (see Table S1 in supplementary material). RT-PCR using degenerate animal AOX primers detected AOX transcript in C. virginica adductor muscle (see Fig. S1 in supplementary material), and EST data show that AOX is also expressed in gill tissue (see Table S1 in supplementary material). RT-PCR data shows that AOX is expressed in the gill of M. mercenaria(Mesa 2). EST data indicates that AOX is expressed in the central nervous system of A. californica, including the cerebral ganglion, metacerebral neuron and pedal-pleural ganglia (Moroz et al.,2006) (see Table S1 in supplementary material). EST data indicate that AOX is expressed in the adductor muscle of M. californianus,several tissues of M. galloprovincialis and the brain of L. stagnalis (see Table S1 in supplementary material). Our degenerate primers did not yield AOX cDNAs in the bivalves Placopecten magellanicus Gmelin 1791 (scallop), Modiolus modiolus Linneaus 1758 (northern horsemussel), the gastropods Buccinum undatum Linnaeus(waved whelk), Littorina littorea Linnaeus 1758 (periwinkle), Nucella lapillus Linneaus 1758 (dog whelk) or the cephalopod squid Loligo Pealeii Lesueur. In the Annelida, AOX was present in the polychaete worm Capitella sp. and the Pompeii worm Alvinella pompejana Desbruyeres and Laubier(Table 1). No Capitella sp. AOX is expressed during various stages of development and in A. pompejana it has been detected in the posterior tissues of adults (see Table S1 in supplementary material). Our degenerate primers did not amplify a product in Lumbricus terrestris Linnaeus (common earthworm).

In the Ecdysozoa, AOX is present in two plant parasitic nematodes, M. hapla e Pratylenchus vulnus Allen and Jensen(Table 1). AOX transcript is present in parasitic adult females and several other developmental stages(Martin et al., 2009) (see Table S1 in supplementary material). Our degenerate primers did not recover a product in M. hapla eggs. We did not find AOX orthologs in the genomes of several other species of nematodes(Table 3). We did not find AOX in any arthropod, including those for which genomes are available(Table 3). Moreover, our degenerate primers did not yield an AOX for the cricket Acheta domesticus Linnaeus, the spider Latrodectus hasselti Thorell,the mealworm Tenebrio molitor Linnaeus and the crustaceans Hemigrapsus nudus Dana 1851 (purple crab) and Carcinus maenas Linnaeus 1758 (green crab). Within the Deuterostomia,bioinformatics found AOX in members of Echinodermata (Strongylocentrotus purpuratus Stimpson 1857), Hemichordata (Saccoglossus kowalevskii Agassiz 1873) and Chordata(Table 1). However, our degenerate primers did not amplify AOX cDNA from several echinoderms,including the red sea cucumber Cucumaria miniata Brandt 1835, the ochreous starfish Pisaster ochraceus Brandt 1835 and the urchins Lytechinus pictus Verrill 1867 and Strongylocentrotus droebachiensis Muller 1776.

Complete animal genomes searched for alternative oxidase (AOX) where no sequence was detected

Phylum . Species . Common name and description .
Nematoda Brugia malayiParasitic filarial worm causes lymphatic filariasis and elephantiasis in humans
Caenorhabditis briggsaeNematode worm model system
Caenorhabditis elegansNematode worm model system
Heterodera glycinesSoybean cyst nematode
Pristionchus pacificusFree-living nematode
Trichinella spiralisNematode parasite causing trichnellosis (or trichinosis) in humans
Arthropoda Acyrthosiphon pisumPea aphid
Aedes aegyptiMosquito vector for dengue and yellow fever
Anopheles gambiaeAfrican malaria mosquito
Apis melliferaHoneybee
Bombyx moriDomestic silkworm
Culex quinquefasciatusSouthern house mosquito vector for Western Nile Virus
Drosophila melanogasterMosca de fruta
Ixodes scapularisBlack-legged tick
Nasonia vitripennisParasitoid wasp
Pediculus humanus corporisHuman body louse
Tribolium castaneumRed flour beetle
Chordata Bos taurusCow
Canis lupus familiarisCão
Danio rerioPeixe-zebra
Equus caballusHorse
Felis catusGato
Gallus gallusFrango
Homo sapiensHumano
Macaca mulattaMacaco rhesus
Monodelphis domesticaOpossum
Mus musculusCommon mouse
Ornithorhynchus anatinusDuck-billed platypus
Ovis ariesSheep
Pan troglodytesChimpanzé
Rattus norvegicusRato
Sus scrofaPorco
Taeniopygia guttataZebra finch
Rubricas de TakifuguJapanese pufferfish
Xenopus tropicalisSapo com garras ocidentais
Phylum . Species . Common name and description .
Nematoda Brugia malayiParasitic filarial worm causes lymphatic filariasis and elephantiasis in humans
Caenorhabditis briggsaeNematode worm model system
Caenorhabditis elegansNematode worm model system
Heterodera glycinesSoybean cyst nematode
Pristionchus pacificusFree-living nematode
Trichinella spiralisNematode parasite causing trichnellosis (or trichinosis) in humans
Arthropoda Acyrthosiphon pisumPea aphid
Aedes aegyptiMosquito vector for dengue and yellow fever
Anopheles gambiaeAfrican malaria mosquito
Apis melliferaHoneybee
Bombyx moriDomestic silkworm
Culex quinquefasciatusSouthern house mosquito vector for Western Nile Virus
Drosophila melanogasterMosca de fruta
Ixodes scapularisBlack-legged tick
Nasonia vitripennisParasitoid wasp
Pediculus humanus corporisHuman body louse
Tribolium castaneumRed flour beetle
Chordata Bos taurusCow
Canis lupus familiarisCão
Danio rerioPeixe-zebra
Equus caballusHorse
Felis catusGato
Gallus gallusFrango
Homo sapiensHumano
Macaca mulattaMacaco rhesus
Monodelphis domesticaOpossum
Mus musculusCommon mouse
Ornithorhynchus anatinusDuck-billed platypus
Ovis ariesSheep
Pan troglodytesChimpanzé
Rattus norvegicusRato
Sus scrofaPorco
Taeniopygia guttataZebra finch
Rubricas de TakifuguJapanese pufferfish
Xenopus tropicalisSapo com garras ocidentais

A schematic representing the relationships of various phyla and subphyla of the animal kingdom showing the known distribution of alternative oxidase(AOX), based on different lines of evidence. For a particular group, a green helix symbol indicates bioinformatic evidence for AOX, a red stripe indicates that reverse-transcriptase polymerase chain reaction (RT-PCR) using degenerate animal AOX primers provides evidence for AOX expression and a blue star indicates that cyanide-resistant respiration has been measured, suggesting the presence of AOX. The relationships depicted are based on the work of Philippe et al. (Philippe et al.,2009).

A schematic representing the relationships of various phyla and subphyla of the animal kingdom showing the known distribution of alternative oxidase(AOX), based on different lines of evidence. For a particular group, a green helix symbol indicates bioinformatic evidence for AOX, a red stripe indicates that reverse-transcriptase polymerase chain reaction (RT-PCR) using degenerate animal AOX primers provides evidence for AOX expression and a blue star indicates that cyanide-resistant respiration has been measured, suggesting the presence of AOX. The relationships depicted are based on the work of Philippe et al. (Philippe et al.,2009).

Within the chordates, bioinformatics results show AOX in the subphylum Cephalochordata in the Florida lancelet B. floridae (amphioxus, Table 1) with the transcript detected in larvae and adults (Yu et al.,2007) (see Table S1 in supplementary material). AOX is present in the subphylum Urochordata in tunicate ascidians, including C. intestinalis (sea squirt), C. savignyi e M. tectiformis (Table 1),where AOX is detected in the cleaving embryo and just prior to hatching(Gyoja et al., 2007) (see Table S1 in supplementary material). AOX is expressed in C. intestinalis during many stages of development and in blood cells (see Table S1 in supplementary material). Despite the availability of several complete genomes (Table 3), we found no bioinformatic evidence of AOX in members of the subphylum Vertebrata. Our primers did not recover AOX cDNAs from the basal vertebrates lamprey(Petromyzon Marinus Linnaeus) and hagfish (Eptatretus stoutii Lockington 1878).


Resumo

The year 2014 saw more than a thousand new mitochondrial genome sequences deposited in GenBank—an almost 15% increase from the previous year. Hundreds of peer-reviewed articles accompanied these genomes, making mitochondrial DNAs (mtDNAs) the most sequenced and reported type of eukaryotic chromosome. These mtDNA data have advanced a wide range of scientific fields, from forensics to anthropology to medicine to molecular evolution. But for many biological lineages, mtDNAs are so well sampled that newly published genomes are arguably no longer contributing significantly to the progression of science, and in some cases they are tying up valuable resources, particularly journal editors and referees. Is it time to acknowledge that as a research community we have published enough mitochondrial genome papers? Here, I address this question, exploring the history, milestones and impacts of mitochondrial genomics, the benefits and drawbacks of continuing to publish mtDNAs at a high rate and what the future may hold for such an important and popular genetic marker. I highlight groups for which mtDNAs are still poorly sampled, thus meriting further investigation, and recommend that more energy be spent characterizing aspects of mitochondrial genomes apart from the DNA sequence, such as their chromosomal and transcriptional architectures. Ultimately, one should be mindful before writing a mitochondrial genome paper. Consider perhaps sending the sequence directly to GenBank instead, and be sure to annotate it correctly before submission.


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2011 Volume 4

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