Em formação

Por que os resíduos aromáticos grandes preferem as folhas pregueadas beta?


Li em muitos jornais que os aminoácidos com grupos R aromáticos ramificados e grandes têm maior propensão para a folha pregueada beta. No entanto, ninguém realmente aprofunda no significado ou no raciocínio por trás dessa descoberta. Fiz uma suposição fundamentada em minhas descobertas sobre as propensões da hélice alfa:

Nas hélices alfa, os grupos R ramificados e aromáticos não são favorecidos, pois os isômeros g + e g- podem se estender para a hélice e interferir na ligação de hidrogênio. Em folhas pregueadas beta, no entanto, os grupos R são apontados perpendicularmente às ligações de hidrogênio, e mesmo grandes grupos R, como o da fenilalanina ou do triptofano, não serão capazes de alcançar o local da ligação de hidrogênio. Juntamente com o fato de que aminoácidos menores serão mais fortemente ligados uns aos outros (então eles preferem hélices, por exemplo, hélice de colágeno, hélice alfa, economizar espaço, hidrogênios de amida e oxigênios de carbonila mais próximos), aminoácidos maiores, portanto, favorecem a formação de beta folhas plissadas.

Preciso de algumas informações importantes para realmente aceitar minha própria explicação (se estiver correta) como factual. Primeiro, precisarei de uma prova de que as folhas pregueadas beta são estruturalmente mais rígidas do que as hélices alfa (ou então, grupos R menores, como o da alanina e da cisteína, também preferirão as folhas pregueadas beta). Eu também meio que quero ver a estrutura das folhas pregueadas beta com grandes grupos R para aprofundar o pensamento em minha cabeça, já que não consigo realmente ver como grupos R como a valina (fortemente ramificada) não afetarão as ligações de hidrogênio. Como exemplo, anexei um que encontrei para hélices alfa.


Esta tabela é da página da Wikipedia para α-hélice:

Como você pode ver, os aromáticos não são os piores criminosos. Na verdade, exceto a prolina (cujos ângulos de torção da coluna vertebral não são adequados para hélices), Gly é o pior agressor. Uma razão provável para isso é Gly ser muito flexível, isto é, sua pequena cadeia lateral H permite que ele adote ângulos de torção de base inadequados para a hélice α.

Como outro exemplo, vamos olhar para a seda, uma estrutura de folha β anti-paralela estendida, a partir de libretextos.

Como você pode ver, as pequenas cadeias laterais de Ala e Gly permitem que as fitas β se aproximem o suficiente para formar ligações de hidrogênio da estrutura principal. Na verdade, da mesma referência, cito - "Ao contrário da hélice α, porém, as cadeias laterais são comprimidas bem juntas em um arranjo de folha pregueada. Em consequência, cadeias laterais muito volumosas tornam a estrutura instável."

Portanto, não é inteiramente verdade que os aminoácidos aromáticos preferem folhas β pregueadas.

Então, o que estamos perdendo? Estamos perdendo o ambiente químico em que os resíduos de aminoácidos são colocados. Lembre-se de que a maioria dos gráficos de propensão que examinamos são propensões médias em estruturas de proteínas conhecidas. Em uma proteína específica, seu contexto químico específico pode mudar radicalmente as propensões da estrutura secundária.


Eu encontrei esta imagem no Biology LibreTexts, e eles responderam à minha pergunta. Como eu suspeitava, os grandes resíduos se projetarão principalmente da folha beta pregueada e não interferirão muito nas ligações de hidrogênio da estrutura principal. Em alfa hélices, no entanto, os resíduos ramificados e aromáticos ainda são capazes de se projetar na hélice (pois não estão apontando completamente para fora) e romper as ligações.

Para melhor visualizá-lo, imagine um cilindro de espuma e palitos saindo dele em ângulo. Agora imagine o palito se ramificando em todas as direções (para simular rotâmeros). Ele cutucará o cilindro novamente. Agora imagine uma placa de espuma plana com palitos saindo dela para cima e para baixo em um ângulo. Mesmo que se ramifique, nunca mais cutucará a placa novamente, a menos que se ramifique para trás (impossível para os resíduos, eu acho).

Em folhas pregueadas beta, as interações aromáticas entre dois anéis aromáticos podem estabilizar ainda mais a estrutura. Nas hélices alfa, os resíduos estão apontando para longe da hélice e, portanto, não tão próximos uns dos outros; mas em folhas plissadas beta, elas são próximas o suficiente para interagir.

Também descobri uma razão viável para explicar por que as folhas pregueadas beta são supostamente mais "rígidas" do que a maioria das outras estruturas secundárias. As folhas pregueadas alfa são realmente compactas e envolvem apenas uma cadeia peptídica, enquanto as folhas pregueadas beta são menos compactas e incluem duas ou mais cadeias peptídicas, limitando o movimento e diminuindo a entropia geral.

Se você ainda tiver problemas para visualizar, visite a página Biology LibreTexts e veja seus esplêndidos diagramas que modelam as estruturas secundárias. Eles realmente me ajudaram a entender isso. É bastante evasivo, então vou vinculá-lo aqui


Estrutura secundária da proteína: α-hélices e folhas β

A seguir, vamos nos concentrar nos aspectos gerais da estrutura secundária da proteína. Muitos dos recursos discutidos aqui são essenciais para aplicações práticas e menos, por exemplo, no alinhamento e análise de sequência, modelagem de homologia e análise da qualidade do modelo, no planejamento de mutações ou na análise de interações proteína-ligante.

A & alfa-hélice
O tipo mais comum de estrutura secundária em proteínas é a alfa-hélice. Linus Pauling foi o primeiro a prever a existência de alfa-hélices. A previsão foi confirmada quando a primeira estrutura tridimensional de uma proteína, a mioglobina (por Max Perutz e John Kendrew) foi determinada por cristalografia de raios-X. Um exemplo de uma hélice alfa é mostrado na imagem abaixo. Este tipo de representação de uma estrutura de proteína é chamada de & ldquosticks representação & rdquo. Para ter uma melhor impressão da aparência de uma hélice, apenas a cadeia principal do polipeptídeo é mostrada, sem cadeias laterais. Existem 3,6 resíduos / volta em uma hélice alfa, o que significa que há um resíduo a cada 100 graus de rotação (360 / 3,6). Cada resíduo é transladado 1,5 & Aring ao longo do eixo da hélice, o que dá uma distância vertical de 5,4 & Aring entre átomos estruturalmente equivalentes em uma volta (passo de uma volta). O padrão estrutural repetido nas hélices é o resultado da repetição (semelhante) dos valores & phi e & psi, que se reflete no agrupamento dos ângulos de torção dentro da região helicoidal do gráfico de Ramachandran. Ao olhar para a hélice na figura abaixo, observe como os átomos de oxigênio carbonil (C = O) (mostrados em vermelho) apontam em uma direção, em direção aos grupos de amida NH 4 resíduos de distância (i, i + 4). Juntos, esses grupos formam uma ligação de hidrogênio, uma das principais forças na estabilização da estrutura secundária das proteínas. As ligações de hidrogênio são mostradas na figura como linhas tracejadas.

A hélice alfa não é a única estrutura helicoidal nas proteínas. Outras estruturas helicoidais incluem a hélice 3_10, que é estabilizada por ligações de hidrogênio do tipo (i, i + 3) e a hélice & pi, que é estabilizada por ligações de hidrogênio do tipo (i, i + 5). A hélice 3_10 tem um raio menor, em comparação com a hélice alfa, enquanto a hélice & pi tem um raio maior. A primeira análise detalhada da ocorrência da hélice & pi em proteínas, baseada na análise de entradas no Protein Data Bank (PDB), foi publicada por Fodje & Al-Karadaghi, 2002.
Devemos também notar que, além das estruturas helicoidais & ldquosimples & rdquo mencionadas aqui, há uma série de estruturas chamadas de bobinas em espiral, nas quais duas ou mais hélices alfa juntas constroem estruturas helicoidais de ordem superior.

A folha & beta
O segundo principal elemento de estrutura secundária nas proteínas é a folha & beta. As folhas beta consistem em várias fitas beta, segmentos alongados da cadeia polipeptídica mantidos juntos por uma rede de ligações de hidrogênio entre as fitas adjacentes. Um exemplo de uma folha & beta, com as ligações de hidrogênio de estabilização entre os filamentos adjacentes (mostrado como linhas pontilhadas), é mostrado na imagem abaixo:

É importante notar que, ao contrário das hélices, os resíduos que informam as ligações de hidrogênio entre as fitas adjacentes são separados uns dos outros por longos segmentos da sequência de aminoácidos.

Na imagem a seguir, a mesma folha & beta é mostrada, desta vez no contexto da estrutura 3D à qual ela pertence e em uma representação chamada "fita" (a coloração aqui é de acordo com a estrutura secundária - folhas & beta em amarelo e hélices em magenta). Cada & beta & minusstrand é representado por uma seta, que define sua direção começando do N- para o C-terminal. Quando as setas da fita apontam na mesma direção, chamamos tal & beta-folha paralela (o código da proteína PDB é 1G8P, subunidade BchI da quelatase de magnésio). Você também pode notar um & beta-hairpin, dois fios conectados por um laço no canto esquerdo da imagem:

Na imagem abaixo, você pode ver que as setas da fita apontam em direções opostas, o que é uma característica de uma folha anti-paralela e beta (este código PDB de proteína é 1USR, vírus da doença de Newcastle hemagglutinina-neuraminidase).

Loops, voltas e grampos de cabelo
Quando há apenas 2 fitas beta e anti-paralelas, como na figura abaixo, é chamado de grampo de cabelo beta.

O laço entre os dois fios é chamado de volta & beta. Curvas curtas e loops mais longos desempenham um papel importante nas estruturas da proteína 3D, conectando fios a fios, fios a hélices alfa ou hélices a hélices. As sequências de aminoácidos nas regiões de loop são frequentemente altamente variáveis ​​dentro de uma família de proteínas. Mas, em alguns casos, quando um loop tem alguma função específica, por exemplo, interação com outra proteína, a sequência pode ser conservada. O comprimento do loop em proteínas de organismos que vivem em temperaturas elevadas (organismos termofílicos) é geralmente mais curto do que em proteínas de membros da família de baixa temperatura, presumivelmente para dar estabilidade adicional a uma proteína em altas temperaturas, evitando seu desdobramento e desnaturação. Durante o alinhamento de sequência e modelagem de homologia, quando é essencial ter um alinhamento de sequência preciso, o comprimento altamente variável das regiões de loop justifica a localização de inserções e deleções na sequência de aminoácidos em regiões de loop.

Os motivos estruturais que contêm combinações de hélices, hélices e fitas, etc., estão intimamente ligados à dobra protéica. Por este motivo, ao visualizar as estruturas 3D de uma proteína, é uma vantagem poder reconhecer os elementos da estrutura secundária e identificar motivos estruturais. Na próxima seção, examinaremos algumas das maneiras pelas quais os elementos da estrutura secundária se conectam entre si, formando motivos e dobras estruturais comuns.


Dicroísmo circular de hormônios hipofisários

3 ligações dissulfeto

A maioria das proteínas globulares contém ligações cruzadas covalentes internas na forma de ligações dissulfeto (resíduos de cistina). Existe uma rotação relativamente livre em torno da ligação dissulfeto em compostos simples, como dissulfeto de dimetila. No entanto, as versões mais altamente substituídas, incluindo o aminoácido livre cistina, experimentam um obstáculo estérico considerável à rotação, chegando a 3-10 kcal / mol (Winnewisser et al., 1968). Devido a esta alta barreira à rotação interna, a maioria dos dissulfetos, incluindo aqueles encontrados em polipeptídeos e proteínas, existem em apenas uma das duas formas isoméricas rotacionais possíveis. Essas duas geometrias são mostradas na Fig. 6. As duas ligações unindo Rx e R2 aos átomos de enxofre, juntamente com a própria ligação dissulfeto, definem dois planos cuja orientação relativa pode ser descrita convenientemente pelo ângulo diedro (ϕ) entre eles. Na maioria dos dissulfetos, esse ângulo é próximo a ± 90 °. No caso de proteínas, R1 e R2 não será equivalente, e as duas formas de rotâmero serão intrinsecamente assimétricas. Essa assimetria é preservada pela natureza não rotativa da ligação S – S. Consequentemente, as transições eletrônicas das ligações dissulfeto, que produzem bandas de absorção fracas entre 250 e 300 nm, também são capazes de atividade óptica.

FIGO. 6 Os dois possíveis conformadores rotacionais da ligação dissulfeto. Eles foram provisoriamente chamados de formas M (menos) e P (mais) de acordo com a regra de helicidade de Cahn et al., (1966) .

A partir de estudos realizados em pequenos compostos contendo dissulfeto (Carmac e Neubert, 1967 Dodson e Nelson, 1968 Coleman e Blout, 1968 Ito e Takagi, 1970 Casey e Martin, 1972 Ludescher e Schwyzer, 1971 Nagarajan e Woody, 1973), é agora se sabe que o dissulfeto produz bandas CD muito largas e fracas, desprovidas de estrutura vibracional. Os máximos dessas bandas aparecem em qualquer lugar entre 250 e 300 nm, dependendo do valor do ângulo diedro. Também é conhecido que em muitos casos o sinal da banda de CD dissulfeto pode ser usado para determinar a quiralidade ou a forma de rotâmero da ligação em questão.

No momento, pouco se sabe sobre as contribuições das ligações dissulfeto para a atividade óptica total das proteínas globulares maiores. O conteúdo relativamente baixo desses cromóforos e suas bandas CD caracteristicamente fracas, desprovidas de estrutura vibracional fina, tornam seu reconhecimento e medição direta em tais materiais muito difíceis. Em muitos casos, foi assumido que sua contribuição é insignificante, embora em outros onde o teor de dissulfeto é incomumente alto e / ou o teor de cromóforo aromático é baixo, esse não é o caso (Horwitz et al., 1970 Breslow, 1970 Bewley et al., 1972a, 1974 Puett, 1972 Menendez-Botet e Breslow, 1975, Holladay e Puett, 1975).

Tendo completado esta breve descrição do CD, talvez seja um bom ponto para fazer a seguinte pergunta, bastante legítima: Por que prosseguir esses estudos de CD? Um estudo cristalográfico de raios X forneceria uma imagem enormemente mais detalhada das estruturas dos hormônios. Como afirmado, o ponto é totalmente válido. No entanto, existem vários outros pontos a serem considerados. Primeiro, com as notáveis ​​exceções da insulina (Blundell et al., 1971a, b) e glucagon (Sasaki et al., 1975) muito poucos hormônios polipeptídicos ou proteicos, e nenhum dos hormônios hipofisários, forneceram cristais com qualidade de raio-X. Esta é provavelmente uma dificuldade técnica, e esses cristais possivelmente estarão disponíveis em um futuro próximo. Há um segundo ponto mais importante, no entanto, que talvez não seja apenas um problema técnico. Embora uma imagem cristalográfica desses hormônios sem dúvida fornecesse uma enorme quantidade de informações importantes, pode ser muito difícil ou impossível extrapolar com segurança essas informações basicamente "estáticas" para incluir mais dinâmico propriedades, como as interações entre hormônios e anticorpos, ou hormônios e receptores, que mais desejamos compreender e, em última análise, controlar. A investigação das propriedades dinâmicas dessas interações quase certamente envolverá estudos sob condições de solução. É nesses tipos de estudos que técnicas como a CD atingirão seu potencial máximo. A verdadeira compreensão da ação do hormônio virá, é claro, de uma condensação de informações de todos os tipos de estudos, incluindo cristalografia, conformações em solução e os vários estudos biológicos. Assim, os estudos de raios X e CD são complementares entre si, em vez de competitivos ou redundantes para ajudar a compreender os sistemas biológicos.


Por que os resíduos aromáticos grandes preferem as folhas pregueadas beta? - Biologia

Lingüisticamente, as proteínas são derivadas do termo proteios que significa "primeiro lugar". Este é um termo apropriado, pois esta macromolécula é um dos substituintes primários de todos os seres vivos. Além disso, existem muitos exemplos de proteínas no corpo humano: enzimas, hormônios, receptores, canais, transportadores, anticorpos, etc. O monômero das proteínas são os aminoácidos, e há vinte aminoácidos conhecidos em humanos. Esses aminoácidos são unidos como "contas em um fio" e formam polímeros de proteínas.

Estrutura dos Aminoácidos: Para apreciar completamente a química das proteínas, é necessário possuir um conhecimento sólido da estrutura dos aminoácidos. A fórmula (estrutura) do aminoácido é mostrada à esquerda (imagem: da Wikipedia) Todos os 20 aminoácidos são consistentes com a estrutura ilustrada. Como você pode ver, existe uma estrutura de nitrogênio-carbono-carbono, com um grupo R. O grupo R refere-se a qualquer cadeia lateral variável. Essa variabilidade é o que fornece ao aminoácido suas propriedades únicas. Todos os aminoácidos têm três letras junto com uma abreviatura de uma letra. As cadeias laterais variam de acordo com a forma, carga, ligações de hidrogênio e capacidade de agir como ácidos ou bases. Os aminoácidos podem ser categorizados como: não polar (hidrofóbico), polar (neutro), polar (ácido) ou polar (básico). Os aminoácidos hidrofóbicos podem ter cadeias laterais alifáticas ou aromáticas. As cadeias laterais alifáticas são caracterizadas como de cadeia linear, enquanto as aromáticas são estruturas em anel. Os resíduos hidrofóbicos aderem a si próprios ao contrário da água e, devido a esta propriedade, são encontrados no interior das proteínas globulares dobradas, escondendo-se da água.

Aminoácidos polares: têm um grupo R que forma ligações de hidrogênio com a água, mas não são polares o suficiente para atuar como ácido ou base. Como resultado, esses aminoácidos são hidrofílicos e, ao contrário dos aminoácidos hidrofóbicos, irão interagir com a água. UMA quinase é uma enzima que pode modificar grupos hidroxila de certos aminoácidos, resultando em uma mudança de estrutura do grupo fosfato hidrofílico. Isso permite a modificação da atividade da proteína.

Aminoácidos ácidos: Os únicos dois aminoácidos com grupos funcionais de ácido carboxílico em suas cadeias laterais (ácidos) são o ácido glutâmico e o ácido aspártico.

Os termos aspartato e glutamato são as formas aniônicas (não protonadas) do ácido aspártico e do ácido glutâmico. (Imagem: www.cryst.bbk.ac.uk)

Aminoácidos básicos: lisina, arginina e histidina têm cadeias laterais básicas do grupo R com valores de pKa de 10, 12 e 6,5, respectivamente. Em pH fisiológico de 7,4, a histidina pode ser protonada ou desprotonada. É por isso que a histidina está presente com tanta frequência em locais ativos de proteína. Nota: a histidina não deve ser confundida com histamina, que é um composto responsável por uma resposta imunológica / alérgica local.

Aminoácidos contendo enxofre: a cisteína e a metionina possuem cadeias laterais contendo enxofre.

Proline: Por que esse aminoácido deve ser destacado? A prolina é muito única porque seu grupo amino está covalentemente ligado à cadeia lateral, criando uma estrutura de anel distinta. Isso afeta o enovelamento de proteínas.

(Imagem: commons.wikimedia.org)

Estrutura da Proteína
Dois tipos de ligações covalentes entre os aminoácidos nas proteínas:


Design e desenvolvimento de polímeros

Christopher K. Arakawa, Cole A. DeForest, em Biologia e Engenharia de Nichos de Células-Tronco, 2017

2.2.3.1 Oligopeptídeos auto-montados com base em estruturas de folha β

O conjunto de folhas β representa um dos métodos mais comuns para produzir materiais à base de oligopeptídeos que servem como nichos de células-tronco modelo. A formação de fitas β ocorre quando as cadeias laterais de peptídeos hidrofílicos e hidrofóbicos são posicionados em lados opostos de uma estrutura de peptídeo. A ligação de hidrogênio entre os filamentos individuais promove a associação em folhas β intermoleculares que contêm uma face hidrofílica e uma hidrofóbica. Na presença de concentrações milimolares de sal, essas folhas se agrupam posteriormente em filamentos, que se enredam para formar redes fisicamente reticuladas de fibras supramoleculares. As sequências comuns que exibem este comportamento incluem (Ala-Glu-Ala-Glu-Lys-Ala-Lys)2 e (Phe-Glu-Phe-Glu-Phe-Lys-Phe-Lys)2. 70 Esses materiais à base de peptídeos promovem a fixação de células 2D e a disseminação de células 3D e estão disponíveis comercialmente como PuraMatrix da Corning.

Foram desenvolvidos materiais de cultura de hidrogel que podem sofrer gelificação desencadeada externamente por meio da formação de folhas β. Mais comumente, o dobramento intramolecular de uma cadeia peptídica em espiral aleatória em um grampo β permite a automontagem de folhas β intermoleculares, o crescimento de fibrilas e a formação de hidrogel. Ao controlar o dobramento de peptídeos por meio de mudanças no pH, sal, temperatura e luz, foi obtida a gelificação física sob demanda dessas plataformas de cultura de células baseadas em peptídeos. 69 O controle sobre a cinética de gelificação e a rigidez do material, e a ativação do encapsulamento homogêneo de células-tronco vivas, é facilmente alcançado por meio de mudanças nesses estímulos definidos externamente. 71

Embora os exemplos discutidos acima tenham envolvido a gelificação de oligopeptídeos de 10-20 resíduos de aminoácidos, os hidrogéis ricos em folha β também foram demonstrados por meio da automontagem de sistemas mais curtos de dipeptídeos e tripeptídeos. 72 Nos sistemas mais extensivamente caracterizados, dipeptídeos como Phe-Phe são funcionalizados com Fmoc (9-Fluorenilmetoxicarbonil), uma porção hidrofóbica volumosa contendo grupos aromáticos conjugados. As folhas β antiparalelas vizinhas são mantidas juntas através do empilhamento Fmoc π-π para produzir nanotubos que se enredam ainda mais para formar redes físicas. A automontagem de peptídeos curtos é particularmente atraente do ponto de vista da cultura de células, uma vez que os precursores de materiais podem ser facilmente produzidos de forma barata em grande escala com alta pureza.


Os aminoácidos têm grupos R diferentes. Alguns desses grupos R serão hidrofílicos, tornando o aminoácido polar, enquanto outros serão hidrofóbicos, tornando o aminoácido apolar. A distribuição dos aminoácidos polares e apolares em uma proteína influencia a função e a localização da proteína no corpo. Os aminoácidos não polares são encontrados no centro das proteínas solúveis em água, enquanto os aminoácidos polares são encontrados na superfície.

Exemplos de como a distribuição de aminoácidos polares e apolares afetam a função e a localização das proteínas:

Controlando a posição das proteínas nas membranas: Os aminoácidos apolares fazem com que as proteínas sejam incorporadas às membranas, enquanto os aminoácidos polares fazem com que porções das proteínas se projetem da membrana.

Criação de canais hidrofílicos através das membranas: Os aminoácidos polares são encontrados dentro das proteínas da membrana e criam um canal através do qual as moléculas hidrofílicas podem passar.

Especificidade do sítio ativo em enzimas: Se os aminoácidos no sítio ativo de uma enzima forem apolares, esse sítio ativo será específico para uma substância apolar. Por outro lado, se o sítio ativo for constituído de aminoácidos polares, então o sítio ativo é específico de uma substância polar.


The Levinthal Paradox Edit

O paradoxo de Levinthal é um experimento de pensamento, também constituindo uma auto-referência na teoria do dobramento de proteínas. Em 1969, Cyrus Levinthal observou que, devido ao grande número de graus de liberdade em uma cadeia polipeptídica desdobrada, a molécula tem um número astronômico de possíveis conformações. Uma estimativa de 3 300 ou 10 143 foi feita em um de seus artigos.

O paradoxo de Levinthal observa que se uma proteína fosse dobrada por amostragem sequencial de todas as conformações possíveis, levaria muito tempo para fazer isso, mesmo se as conformações fossem amostradas em uma taxa rápida. Com base na observação de que as proteínas se dobram muito mais rápido do que isso, Levinthal então propôs que uma busca conformacional aleatória não ocorre, e a proteína deve, portanto, dobrar através de uma série de estados intermediários metaestáveis.

Em 1969, Cyrus Levinthal calculou que se uma proteína fosse amostrar aleatoriamente todas as conformações possíveis à medida que se dobrava do estado desdobrado para o estado nativo, levaria uma quantidade astronômica de tempo, mesmo que a proteína atingisse 100 bilhões de conformações em um segundo. Observando que as proteínas se dobram em um período de tempo relativamente curto, Levinthal propôs que as proteínas se dobrassem em um processo fixo e direcionado. Agora sabemos que, embora o enovelamento de proteínas não seja um processo aleatório, não parece haver uma única via fixa de enovelamento de proteínas. Essa observação veio a ser conhecida como paradoxo de Levinthal. Este paradoxo revela claramente que as proteínas não se dobram tentando todas as conformações possíveis. Em vez disso, eles devem seguir pelo menos uma via de dobramento parcialmente definida composta de intermediários entre as proteínas totalmente desnaturadas e sua estrutura nativa.


Por que os resíduos aromáticos grandes preferem as folhas pregueadas beta? - Biologia

Tutorial desenvolvido por Ross Feldberg, Dept. of Biology, Tufts University

A quimotripsina tem três cadeias ligadas por cinco ligações dissulfeto
Cadeias de quimotripsina

Domínios de quimotripsina e estrutura secundária
Barris beta e o centro ativo

Tríade de local ativo com inibidor vinculado
Inibidor ligado ao local ativo

Antecedentes da quimiotripsina

A quimiotripsina é um membro de uma família de enzimas que clivam ligações peptídicas por meio da ação de uma serina de sítio ativo (as serina proteases). Esta família inclui as enzimas pancreáticas quimiotripsina, tripsina e elastase, bem como uma variedade de outras proteases (por exemplo, cocoonase, trombina, protease acrossomal, etc.). Quimotripsina, tripsina e elastase mostram um alto grau de similaridade em sua estrutura terciária geral, mas têm diferentes especificidades de substrato determinadas por um local de ligação de substrato específico em cada enzima. A estrutura mostrada aqui é do arquivo pdb 1AFQ.pdb

A quimiotripsina consiste em três cadeias

A quimiotripsina é inicialmente sintetizada como um precursor inativo de 245 aminoácidos (um zimogênio) denominado quimotripsinogênio. A ativação do quimotripsinogênio envolve a clivagem proteolítica em dois locais ao longo da cadeia e a remoção de dois aminoácidos em cada local de clivagem. As três cadeias resultantes são mostradas aqui (cadeia 1 = 1-13 na cadeia verde 2 = 16-146 na cadeia vermelha 3 = 149-24 em azul). Observe que alguns aminoácidos no temini dessas cadeias não são mostrados nesta representação (por exemplo, 11-13, 149,). Isso ocorre porque esses resíduos mostram muita flexibilidade nas estruturas cristalinas para dar padrões de difração de raios-X que os localizariam no espaço.

As três cadeias são mantidas juntas por cinco ligações dissulfeto. Você consegue identificar os resíduos cys específicos ligados em cada ligação dissulfeto? Por que é muito difícil obter quimiotripsina ativa após desnaturação e renaturação? Usando os itens do menu Chime Selecione - Ação de clique do mouse - Distância, determine a distância entre as estruturas do peptídeo quando as ligações dissulfeto são formadas. Como isso se compara à distância típica de ligação H?

Barris beta, domínios de proteína e o centro ativo

A molécula de quimiotripsina geral é dobrada em dois domínios, cada um contendo seis fitas beta organizadas como folhas antiparalelas que formam uma estrutura circular conhecida como barril beta. (gire a molécula até que você esteja olhando para baixo através do cilindro ou perpendicularmente ao cilindro). Os resíduos do sítio ativo (ser-195, his-57 e ser-102 mostrados aqui como preenchimento de espaço) estão distantes na sequência primária, mas são colocados juntos em uma fenda formada entre os dois domínios de proteína.

A tríade do site ativo

O sítio ativo da quimiotripsina consiste em asp102 posicionado próximo a seu 57 e ser 195. O mecanismo preciso de ação ainda é debatido, mas parece que um hidrogênio no seu anel imidazol é transferido para o carboxilato de asp 102 (por meio de uma "carga sistema de relé "ou através de uma" ligação H de baixa barreira "). Essa mudança resulta no anel de histidina sendo capaz de aceitar o hidrogênio hidroxil serina195, formando um íon alcóxido de serina muito nucleofílico.

Ligação do Substrato

Esta estrutura contém um inibidor competitivo, D-leucil-L-fenilalanil-p-fluorobenzilamida. O grupo fluorobenzilamida é aromático e preso na bolsa de especificidade (veja o próximo botão). Em um substrato real, a ligação clivada seria do lado carboxila do aminoácido aromático. Neste inibidor, existem dois resíduos para o lado da amida, mas não há nenhum resíduo para o que seria o lado carboxila. Assim, não há ligação clivável nesta estrutura.

O ambiente do site ativo

Uma bolsa específica adjacente à tríade do sítio ativo determina a especificidade da protease (a quimiotripsina cliva adjacente a grandes cadeias laterais aromáticas, tripsina adjacente a resíduos de lys ou arg). Os resíduos que constituem esta bolsa são mostrados em amarelo e os três resíduos que são determinantes predominantes desta especificidade são mostrados como preenchimento de espaço. Estes são os aminoácidos 189, 216 e 226 que revestem uma bolsa adjacente à tríade do sítio ativo. Na tripsina e na quimiotripsina, os resíduos 216 e 226 são ambos glicina, de modo que as cadeias laterais volumosas no substrato podem se estender para o interior desta bolsa. Em contraste, na elastase, esses resíduos são val e thr, de modo que grupos R volumosos não cabem nesta bolsa. Na quimiotripsina, o resíduo 189 é uma serina e isso permite que grupos R aromáticos volumosos interajam com a bolsa predominantemente por meio de forças de van der Waals. Na tripsina, o resíduo 189 é asp e isso permite a ligação de lys ou arg carregados positivamente.

Curiosamente, esse conhecimento não nos permitiu manipular essa proteína tão facilmente como previmos. Por exemplo, com base nesta estrutura, foi previsto que a mutação do gene da tripsina de modo que asp189 fosse substituído por uma lisina deveria produzir uma enzima específica para clivar peptídeos adjacentes a grupos ácidos. No entanto, quando o experimento foi realizado, verificou-se que essa nova enzima era inativa com substratos contendo asp ou glu, mas era mais ativa com substratos contendo leu. É provável que a substituição de um único aminoácido possa perturbar o dobramento e a estrutura geral de maneiras imprevistas.
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Estudos Estrutura-Função de Hormônios Peptídicos: Uma Visão Geral

B. Restrições globais

A estabilização de estruturas secundárias particulares, especialmente aquelas relacionadas a voltas β e voltas γ, bem como uma hélice α, pode muitas vezes ser melhor realizada por uma restrição covalente que é global por natureza. Essas estruturas secundárias trazem grupos de cadeias laterais, distantes uns dos outros em sequência, próximos uns dos outros no espaço tridimensional. Ao fazer uma ligação covalente apropriada entre os dois grupos, uma conformação de outra forma curta pode ser estabilizada para dar uma estrutura relativamente mais rígida e restrita que pode possuir uma estrutura secundária particular. Esta estratégia foi desenvolvida pela primeira vez por proteínas globulares que muitas vezes têm em sua estrutura pontes dissulfeto entre dois resíduos de cisteína. Foi demonstrado em vários casos que essas pontes dissulfeto na proteína aumentam substancialmente a estabilidade da proteína à desnaturação por calor, sal ou outros perturbantes. Assim, não é surpreendente que os químicos de peptídeos e proteínas tenham adotado a formação de dissulfeto como um método conveniente para estabilizar a estrutura secundária, com considerável sucesso (Rizo e Gierasch, 1992 Hruby et al., 1983, 1991a Hruby, 1982a Kessler, 1982). No entanto, muitas falhas também ocorreram por esta abordagem e, portanto, alguns comentários devem ser feitos em relação à escolha adequada dos grupos a serem escolhidos para fixação covalente, de modo a maximizar a possibilidade de obter um análogo potente.

Em geral, quando um peptídeo se dobra em uma estrutura secundária particular (curva β, hélice α, folha β, etc.), ele cria pelo menos duas superfícies distintas (para fins de argumentação, nós as definimos como a superfície frontal e posterior). Em geral, para interação do peptídeo com um receptor biologicamente relevante ou outra molécula, ele irá utilizar principalmente uma dessas superfícies para uma interação de ligação, e a outra superfície permanecerá completa ou parcialmente exposta à solução ou ambiente circundante. In general, therefore, covalent stabilization should be made on the surface which is not utilized for molecular recognition (the ancillary surface). Alternatively, if the recognition surface is utilized, then an isosteric or pseudoisosteric replacement of the structural elements used for cyclization is ncessary. For example, we have utilized a covalent disulfide (-CH2SSCH2-) cyclization as a pseudoisosteric replacement for Met 4 (-CH2CH2SCH3) and Gly 10 (-H) residues to convert a linear potent hormone α-melanotropin into a superpotent cyclic hormone [Cys 4 ,Cys 10 ]α-melanotropin ( Sawyer et al., 1982 ). This conformational constraint was designed to stabilize a putative β turn at the Phe 7 position.

Although the disulfide bridge is the most commonly used global conformational constraint, several other constraints not commonly found in proteins can be used for stabilizing a wide variety of secondary structures. Most commonly, disulfides have been used to help stabilize a variety of β-turn and γ-turn structures, but they have also been used to help stabilize α-helix structures and even β-sheet structures. In principle, a disulfide bridge can be used to help stabilize a loop structure as well. Finally, of course, it can be used as a way to maintain the proximity of groups believed to be close to one another in any secondary structure.

A wide variety of side chain to side chain cyclizations are possible using functional groups found on the common amino acids, and many others can be envisioned. In practice, very few of these have been explored in any detail. One exception is the cyclic lactam, in which the side-chain amino group of a lysine or ornithine residue is covalently linked to a side-chain carboxyl group on aspartic acid or glutamic acid. Stabilization of a variety of β-turn structures, an α-helix, etc., can be expected and has been observed. Because a lactam bridge is inherently more rigid than a disulfide bridge and has different stereoelectronic properties, one can anticipate that its uses will differ within the context of otherwise equivalent ring structures, though actual direct comparisons apparently have not been made. A variety of other covalent side chain to side chain attachments should be considered, including sulfides, ethers, esters, alkanes, alkynes, aromatics, alcohols, and other such moieties. It is interesting to note in this regard that, whereas a great deal of time has been spent on methods for macrocyclic synthesis by synthetic chemists, in general, much less time or effort has been given to studies of macrocyclic chemistry in the context of peptide or protein chemistry.

For smaller polypeptides (3 to 10 residues) cyclization of the C-terminal carboxyl to the N-terminal amino groups has been used widely. The habit of doing this came out of the fact that many peptide antibiotics such as gramicidin are cyclic peptides of this type, and such cyclic peptides serve as excellent models for β-turn and γ-turn structures ( Hruby, 1974 Rose et al., 1985 Rizo and Gierasch, 1992 ). However, when such cyclizations have been used for peptide hormones and neurotransmitters such as oxytocin, enkephalin, and others, they generally have led to larger decreases in potency, owing to the importance of C-and/or N-terminal groups for bioactivity. On the other hand, when bioactive partial sequences of peptide hormones and neurotransmitters are found that possess all of the major structural constituents for activity at a particular receptor, it is possible to construct an N- to C-terminal cyclic peptide which includes this structure and obtain analogs of high potency. This is elegantly exemplified by the studies of Veber and co-workers on the design of somatostatin analogs ( Veber and Freidinger, 1984) . These studies show how earlier fundamental studies on cyclic peptides, especially hexapeptides, provided a conformational context to design into a cyclic structure, a specific secondary structure (in this case a β turn) that was of great biological significance. The great advantage of cyclic peptides, especially cyclic pentapeptides and cyclic hexapeptides, is that they can provide an excellent secondary structure template from which to present side-chain moieties in specific stereochemical and topographical relationships for interaction with a receptor. Such considerations have been used, for example, by Kessler and co-workers in the design of an RGD-containing peptide for interactions with specific receptors ( Kessler et al., 1992 ). Clearly, the design of cyclic peptides as templates for the synthesis of specific pharmacophores is an intriguing prospect, and it is highly likely that continued efforts will be made in this direction.

In addition, of course one can consider backbone cyclization of a different type that may not involve the C- or N-terminal residues. For example, one could consider a covalent structure in which a structural moiety of some sort (most simply an alkyl chain) would physically connect the amide nitrogens of two amino acid residues n residues apart from one another in the polypeptide chain. A variety of possible linking groups can be considered, but thus far very little chemistry has been done along these lines.


Conclusões

This work, for the first time, presents a detailed analysis of the bend angle of full-length β-strands in globular proteins with known three-dimensional structures. We conclude that the dominant force that drives the bending of a full-length β-strand in the UD direction is hydrophobic interactions involving aromatic residues, whereas that for local β-strand bends is hydrophobic interactions involving aliphatic residues. These findings will be applicable for the detailed design of β-strands, which have far more structural diversity than α-helices. For example, aromatic residues can be inserted into specific sites within a polypeptide to engineer a bent β-strand, and a straight strand can be engineered by substituting with aliphatic residues such that they can interact hydrophobically with a partner structure such as a long α-helix.