Em formação

Podem Thraustochytrids como Schizochytrium fazer fotossíntese?


Eu sei que eles pertencem ao filo dos heterocontes e que estão sendo cultivados heterotroficamente em escala industrial, mas não consigo encontrar qualquer referência a eles sendo cultivados fotoautotroficamente. As pessoas as chamam de algas marinhas, mas não há menção à fotossíntese.

Eu encontrei este artigo que diz que eles têm vários carotenóides, então presumo que eles os tenham por causa de seus LHC e fotoproteção. Seria ótimo se alguém tivesse algumas informações mais detalhadas (papéis) sobre suas propriedades.


Eu acho que não.

de Kingdoms and Domains: An Illustrated Guide to the Phyla of Life on Earth Por Lynn Margulis, Michael J Chapman. como encontrado nos livros do google

Você verá que não há cloroplastos representados. Esses são eucariotos e, portanto, para fazer a fotossíntese, eles precisariam de cloroplastos, que deveriam ser evidentes.


Comparação de Thraustochytrids Aurantiochytrium sp., Esquizochytrium sp., Thraustochytrium sp., e Ulkenia sp. para produção de biodiesel, óleos ômega-3 de cadeia longa e exopolissacarídeo

O crescimento heterotrófico de thraustochytrids tem potencial na coprodução de biodiesel para transporte, bem como na produção de matéria-prima para ácidos graxos poli-insaturados de cadeia longa ≥ 3 (≥C20) (LC-PUFA), especialmente ácido docosahexaenóico (DHA) para uso em nutracêuticos. Neste estudo, comparamos oito novas cepas endêmicas de thraustochytrid australianas dos gêneros Aurantiochytrium, Esquizochytrium, Thraustochytrium, e Ulkenia para a síntese de exopolissacarídeo (EPS), além de biodiesel e LC-PUFA. Aurantiochytrium sp. cepas prontamente utilizaram a glicose para a produção de biomassa, e aumentando a glicose de 2 a 4% C/v do meio de cultura resultou no aumento da produção de biomassa por um fator médio de 1,7. Ulkenia sp. cepa TC 010 e Thraustochytrium sp. cepa TC 033 não utilizou glicose, enquanto Esquizochytrium sp. cepa TC 002 utilizou menos da metade da glicose disponível no dia 14, e Thraustochytrium sp. cepa TC 004 utilizou glicose a 4% C/v mas não 2% C/v da cultura, sugerindo um requisito de limite entre esses valores. Em todas as cepas, aumentando a glicose de 2 a 4% C/v do meio de cultura resultou no aumento do teor de éster metílico de ácido graxo total por um fator médio de 1,9. Apesar de uma crescente literatura demonstrando a capacidade dos thraustochytrids para a síntese de DHA, a produção de EPS a partir desses organismos não está bem documentada. Uma ampla gama de rendimentos de EPS foi observada. O rendimento máximo de EPS foi observado para Esquizochytrium sp. estirpe TC 002 (299 mg / L). Cepas de alta produção de biomassa que também têm alto rendimento de lipídios e EPS podem ser melhores candidatas para a produção comercial de biocombustíveis e outros coprodutos.

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Fundo

Micróbios heterotróficos são um elemento-chave na teia alimentar microbiana para controlar o fluxo de material e energia nos oceanos do mundo. Thraustochytrids são protistas marinhos unicelulares semelhantes a fungos encontrados de forma ubíqua em ambientes marinhos [1] e há muito tempo se pensa que desempenham um papel significativo na ecologia microbiana marinha. Seus processos metabólicos incluem a utilização de carbono orgânico particulado autóctone (POC) como fontes nutricionais de carbono [2]. A eles foi atribuída uma ampla gama de habilidades para residir em substratos múltiplos com seus próprios nichos espaciais e tróficos no oceano [3]. As capacidades biossintéticas dos traustocitrídeos têm sido exploradas para amplas aplicações biotecnológicas, pois podem produzir uma série de enzimas hidrolíticas para matéria vegetal orgânica altamente refratária, que é difícil para a maioria dos bacterioplâncton marinho digerir, sugerindo papéis ecológicos distintos que diferem de suas contrapartes procarióticas [4 , 5]. É relatado que a biomassa de traustocitrídeos excede em muito a do bacterioplâncton em águas costeiras e oceânicas, apoiando sua importância talvez subestimada na cadeia alimentar microbiana e no ciclo do carbono oceânico [6, 7]. Finalmente, muitas cepas de thraustochytrids crescem rapidamente e acumulam altos níveis de ácidos graxos poliinsaturados ômega-3 (ω-3 PUFAs) (ácido docosahexaenóico (DHA) e ácido eicosapentaenóico (EPA)), que são materiais importantes no fluxo de energia na marinha ecossistemas e também nutracêuticos de alto valor [8, 9]. No entanto, nem as vias metabólicas para a produção desses lipídios e enzimas, nem a rede regulatória para sua produção são conhecidas.

Uma coleção inicial de recursos genômicos de thraustochytrids foi desenvolvida, incluindo um esboço de genoma, transcriptoma e análises de expressão gênica do parasita protistan thraustochytrid (Quahog Parasite Unknown, QPX). As análises desses dados forneceram uma visão sobre o agente causador da mortalidade em grande escala em amêijoas duras criadas em incubatórios e colhidas comercialmente (quahogs Mercenaria mercenaria) na costa nordeste da América do Norte [10]. A sequência do genoma de 34,7 Mb deste patógeno forneceu algumas informações importantes para melhorar nossa compreensão dos mecanismos moleculares subjacentes às respostas fisiológicas ao estresse associado à temperatura para este patógeno dependente da temperatura. Rascunho de sequências do genoma de duas cepas de traustocitrídeo produtoras de DHA Esquizochytrium sp. (CCTCC M209059) [11] e Aurantiochytrium sp. cepa T66 [12] foram produzidas junto com três thraustochytrids adicionais, A. limacinum (ATCC MYA-1381), A. kerguelense (PBS07) e S. agregatum (ATCC 28209) pelo Departamento de Energia dos EUA, Joint Genome Institute (http://genome.jgi.doe.gov/portal/). As cepas Esquizochytrium sp. CCTCC M209059, Aurantiochytrium sp. cepa T66, e A. limacinum Foi relatado que ATCC MYA-1381 é um grande produtor de DHA [11, 13, 14]. No entanto, uma análise sistemática da síntese molecular e redes regulatórias para PUFAs e biossíntese de enzimas hidrolíticas não foi realizada para comparar e contrastar a evolução e estabilidade dessas vias. Além disso, os mecanismos moleculares subjacentes às funções ecológicas dos thraustochytrids ainda precisam ser explorados usando informações genômicas.

Neste estudo, relatamos a montagem do genoma de alta qualidade de dois PUFAs que produzem cepas de thraustochytrid isoladas de habitats marinhos nas águas costeiras do sul da China. Seus mapas genômicos detalhados foram construídos usando a segunda geração e dados de sequenciamento de molécula única e aprimorados com dados de RNA-seq derivados de informações. As análises genômicas comparativas fornecem novos insights sobre a evolução e variação na biossíntese de PUFAs e maquinarias moleculares de sua ecologia funcional de thraustochytrids. Nosso trabalho representa uma análise abrangente dos genomas de thraustochytrid, estabelecendo uma estrutura para o futuro estudo de ecologia molecular e a utilidade biotecnológica dessas cepas de thraustochytrid.


Materiais e métodos

Preparação da farinha de algas e dietas experimentais

As algas fermentadas, Esquizochytrium sp., foi utilizado no presente estudo (Fonte: Alltech Lexington, KY, EUA). As algas fermentadas foram continuamente centrifugadas (5.000 g) para se obter o sólido e, em seguida, seco por pulverização produzindo um pó de algas finas. O secador por spray Kochiwa [usando atomização centrífuga (4.500 g) a uma temperatura de entrada (140-150 ° C), câmara central (130-135 ° C) e uma temperatura de saída de (80-85 ° C)] foram usados ​​para preparar o pó seco por pulverização. Demorou 6-8 segundos para formar o pó de algas após a injeção. A composição aproximada foi medida de acordo com os métodos 14 padrão da Association of Official Analytical Chemists, que mostraram que esta refeição continha um teor de lípidos de 66%. A composição aproximada de ingredientes como SBM, farinha de trigo e glúten de trigo foram medidos de forma semelhante. Um total de oito dietas iso-nitrogenadas (contendo 40% de proteína) e isoenergéticas (9,0% de lipídios) foram formuladas para conter quantidades crescentes de farelo de algas (contendo 660 g / kg de lipídio extraível Tabela 1). Independentemente da dieta, farinha de peixe (FM) e farelo de soja (SBM) foram as fontes protéicas dominantes e foram adicionadas a todas as dietas experimentais nas doses de 250 e 397 g / kg, respectivamente. A quantidade de proteína bruta, lipídios, vitaminas e minerais foram formulados para atender às necessidades do camarão peneídeo 15. Além disso, colesterol, cloreto de colina e lecitina foram incluídos em todas as dietas para satisfazer os requisitos de L. vannamei 16,17. A dieta controle (dieta 1) teve 6% de FO como principal fonte lipídica, valor semelhante ao utilizado nas dietas comerciais (Tabela 1). As dietas 2 e 3 apresentaram quantidades crescentes de farelo de algas e SBO em detrimento de FO. FO foi completamente substituído na dieta 4 por uma combinação de farinha de algas, SBO e LSO. As dietas 5–8 também não continham FO, mas tinham combinações diferentes de lipídios: a dieta 5 tinha quantidades iguais de LSO e SBO a 8 g / kg, as dietas 6 e 7 continham quantidades iguais de farinha de algas, mas com LSO ou SBO adicionado a 8 g / kg, respectivamente, a dieta 8 continha apenas farelo de algas como única fonte lipídica adicionada, com a maior inclusão a 75 g / kg. A farinha de trigo foi ajustada nas dietas experimentais para compensar a pequena quantidade de proteína bruta na farinha de algas (Tabela 1). Enquanto isso, Esquizochytrium a refeição tem baixo teor de EPA, mas pode ser sintetizada por alguns animais aquáticos a partir do precursor ALA. Portanto, LSO, que é rico em ALA, foi adicionado nas dietas 4-6 para determinar se isso poderia resultar em altos níveis de EPA no camarão. Os ingredientes secos da ração foram completamente triturados e misturados em um misturador (Hobart A200, Hobart, Troy, OH, EUA) para preparar as dietas de camarão. Seguido por adição de água morna para manter a umidade de 35% e misturado por mais 10 min. Esta massa de cada dieta foi passada por peletizador de ração (moedor de carne, Glen Mills Inc., Clifton, NJ, EUA) com um molde de 2 mm seguido de secagem ao ar por 24 horas. Longos filamentos de dietas foram pulverizados com moedor (Glen Mills Inc., Clifton, NJ, EUA) e obtidos pellet de 2 mm usando peneira. Após a peneiração, quantidades apropriadas de LSO, SBO e FO foram adicionadas manualmente para inibir o dano de ácidos graxos altamente insaturados durante a pelotização. Após a secagem das dietas, foi determinada a composição química incluindo os ácidos graxos das dietas 14 (Tabela 1).

Animais experimentais e sistema experimental

Post larvas de camarão branco do Pacífico (Litopenaeus vannamei) foram adquiridos do incubatório privado de camarão (Shrimp Improvement Systems, LLC, Islamorada, FL, EUA) e gradualmente aclimatados a um sistema de viveiro de camarões no departamento de aquicultura da Kentucky State University, Frankfort, KY, EUA. Um tanque de criação de 1.000 L (usado como sistema de recirculação de viveiro) conectado a um tanque de sedimentação sólida e um filtro biológico maturado (Red-Ewald, Karnes City, TX, EUA) para manter as condições de parâmetros de água ideais para larvas de camarão. A água do mar artificial foi feita pela mistura de sal marinho do Crystal Sea (Marine Enterprises International, LLC, Baltimore, MD) com água municipal sem cloro a uma salinidade de 34 partes por mil (ppt). Os tanques de criação receberam aeração suave (difusores de cerâmica). Gradualmente a salinidade foi diminuída para 27-28 ppt pela adição de água doce ao longo do período de aclimatação de duas semanas e foram alimentados com dietas de camarão disponíveis comercialmente (Zeigler Brothers Inc.).

Um total de 600 camarões juvenis (3,15 ± 0,08 g) foram pesados ​​individualmente, divididos em 24 grupos de 25 camarões cada, e colocados em aquários de vidro de 110 L. Após estocar os camarões, as oito dietas de tratamento foram alocadas aleatoriamente em triplicata. Os aquários foram conectados a um sistema de filtração de esferas lavado com hélice mecânica e biológica de 2.000 L (Red-Ewald, Karnes City, TX, EUA) a uma salinidade de 27–28 ppt. Cada aquário foi abastecido com água do mar a uma taxa de 4,0 L / min e a aeração ótima foi fornecida por difusores de ar únicos de 12 polegadas por soprador Rotron (Ametek, Kent, OH, EUA).

Ao longo do experimento, os camarões foram alimentados com 5% de seu peso corporal total diariamente, que foi dividido igualmente e alimentado às 08:00, 11:30, 15:30 e 18:00 h. A quantidade de ração fornecida foi considerada e acostumada a cada quatro semanas com base nas avaliações de biomassa, após medir o peso total dos camarões em cada tanque, a quantidade de ração fornecida a cada dia foi anotada por aquário. Os camarões foram alimentados com um total de oito dietas (1 controle e 7 dietas experimentais) por um período de 12 semanas.

Ao longo do ensaio de alimentação, a temperatura da água foi mantida a aproximadamente 29 ° C por um aquecedor de imersão. A salinidade foi mantida pela adição de água doce para repor a perda de água por evaporação ou sal adicional para repor as perdas devido à lavagem do filtro. O pH, temperatura, salinidade e oxigênio dissolvido foram medidos uma vez por dia usando um medidor Hydrolab Quanta (Hydrolab Corporation, Loveland, CO). Os camarões foram submetidos a um fotoperíodo de 12h: 12h luz: ciclo escuro por lâmpadas fluorescentes de teto. De manhã e à noite, todos os aquários foram sifonados diariamente para remover ração e fezes não ingeridas. O nitrogênio amoniacal total (TAN) e nitrito-N (NO2-N) as concentrações foram medidas uma vez por semana em um espectrofotômetro Hach DR 3800 de acordo com as instruções do fabricante (Hach, EUA). Se o TAN ou NÃO2-N excedeu 0,5 mg / L, uma troca parcial de água foi realizada.

Amostragem e análise

Após 12 semanas, os camarões foram colhidos de cada volume de aquário pesado e contado para calcular as taxas de crescimento, eficiência alimentar e sobrevivência usando as seguintes equações:

Após pesagem e contagem, os camarões foram anestesiados em banho de gelo (0–4 ° C) e as amostras foram coletadas e armazenadas a -20 ° C para análises posteriores. Cinco camarões de cada aquário foram usados ​​para composição centesimal de corpo inteiro de acordo com AOAC 14. Amostras de hepatopâncreas, intestino e músculo da cauda foram coletadas do camarão remanescente e armazenadas congeladas (−80 ° C) até análise posterior.

Composição lipídica de dietas e enzimas de degradação muscular, antioxidante e lipídica

As dietas (Tabela 2) e as amostras de músculos de cinco camarões em cada tanque foram analisadas quanto à composição de ácidos graxos por cromatografia gasosa quantitativa (utilizando C23: 0 como padrão interno). O colesterol total do músculo foi analisado usando um kit de ensaio colorimétrico de colesterol total de acordo com as instruções do fabricante (Cell Biolabs Inc., San Diego, CA). A absorvância foi lida em um Synergy HTX Multi-Mode Reader (BioTek, Instruments, Inc., Winooski, VT). Amostras de músculo (com digesta) de seis camarões em cada repetição foram imediatamente armazenadas a -80 ° C. Para análise, as amostras foram descongeladas em banho de gelo e homogeneizadas em processador ultrassônico (Cole Parmer Scientific Experts, Vernon Hills, IL, EUA) por 5 min em banho de gelo. As amostras foram então colocadas em um tubo de microcentrífuga de 1,5 ml (Eppendorf, Hamburgo, Alemanha) com solução salina tamponada com fosfato (PBS Fisher Bioreagents, Fair Lawn, NJ, EUA) e solução de lise celular (Promega Corporation, Madison, WI, EUA).

As atividades de lipase, catalase (CAT) e superóxido dismutase (SOD), e os conteúdos de peróxido de lipídio e adipogênese foram analisados ​​usando um Synergy HTX Multi-Mode Reader (BioTek, Instruments, Inc., Winooski, VT, EUA). A atividade da lipase intestinal foi medida usando um kit de ensaio de lipase QuantiChrom (DLPS-100 BioAssay Systems, Hayward, CA, EUA) de acordo com as instruções do fabricante, a absorbância foi lida a 412 nm. As atividades CAT e SOD no músculo da cauda foram medidas usando kits de teste comerciais (Cayman Chemical, Ann Arbor, MI, EUA). A absorbância foi lida a 540 nm e 460 nm, respectivamente. O peróxido de lipídio no músculo da cauda foi medido pela análise do nível de malondialdeído (MDA) usando um kit de ensaio colorimétrico / fluorométrico (BioVision Incorporated, Milpitas, CA, EUA) de acordo com as instruções do fabricante, a absorbância foi lida a 532 nm. A adipogênese foi medida pela quantificação do acúmulo de triglicerídeos no tecido muscular. As quantidades de tecido adiposo subepidérmico foram analisadas usando um kit de Adipogenesis Assay (Abnova, Taipei City, Taiwan). A absorbância foi lida a 570 nm.

Análise estatística

Todos os dados foram analisados ​​por análise de variância unilateral (ANOVA) usando o software SAS / STAT (SAS, 1988). Se diferenças significativas foram detectadas (p & lt 0,05), as médias das variáveis ​​dependentes foram comparadas usando o teste de diferença honestamente significativa (HSD) de Tukey. Nossos dados foram representados como média ± SEM.


Bongiorni L, Pusceddu A, Danovaro R (2005) Atividades enzimáticas de thraustochytrids epifíticos e bentônicos envolvidos na degradação da matéria orgânica. Aquat Microb Ecol 41: 299–305

Bremer GB (1995) Fungos marinhos inferiores (labirintulomicetos) e a decadência de serapilheira de mangue. Hydrobiologia 295: 89–95

Bremer GB, Talbot G (1995) Cellulolytic enzima activity in the marine protist Schizochytrium aggregatum. Bot março 38: 37-41

Carder JH (1986) Detecção e condição de celulase por coloração com Vermelho Congo de substratos em um ensaio de difusão em placa de copo. Anal Biochem 153: 75-79

Hayashi M, Yukino T, Watanabe F, Miyamoto E, Nakano Y (2007) Efeito de thraustochytrids enriquecidos com vitamina B12 no crescimento populacional de rotíferos. Biosci Biotechnol Biochem 71: 222–225

Kimura H, Fukuba T, Naganuma T (1999) Biomass of thraustochytrid protoctists in coast water. Mar Ecol Prog Ser 189: 27-33

Nagano N, Taoka Y, Honda D, Hayashi M (2009) Otimização das condições de cultura para crescimento e produção de ácido docosahexaenóico por um thraustochytrid marinho, Aurantiochytrium limacinum mh0186. J Oleo Sci 58: 623-628

Naganuma T, Takasugi H, Kimura H (1998) Abundance of thraustochytrids in litoral plankton. Mar Ecol Prog Ser 162: 105-110

Raghukumar S, Balasubramanian R (1991) Occurrence of thraustochytrid fungi in corals and coral mucus. Indian J Mar Sci 20: 176–181

Raghukumar S, Raghukumar C (1999) Thraustochytrid fungoide protistas em pelotas fecais do tunicado Pegea confoederata, sua tolerância às condições do mar profundo e implicações nos processos de degradação. Mar Ecol Prog Ser 190: 133-140

Raghukumar S, Sharma S, Raghukumar C, Sathe-Pathak V, Chandramohan D (1994) Thraustochytrid and fungal component of marine detritus. 4. Estudos laboratoriais sobre a decomposição de folhas do manguezal Rhizophora apiculata Blume. J Exp Mar Biol Ecol 183: 113–131

Raghukumar S, Sathe-Pathak V, Sharma S, Raghukumar C (1995) Thraustochytrid and fungal component of marine detritus. III. Estudos de campo sobre a decomposição de folhas do manguezal Rhizophora apiculata. Aquat Microb Ecol 9: 117-125

Sathe-Pathak V, Raghukumar S, Raghukumar C, Sharma S (1993) Thraustochytrid and fungal component of marine detritus. I. Estudos de campo sobre a decomposição da alga marrom Sargassum cinereum. Indian J Mar Sci 22: 159-167

Taoka Y, Nagano N, Okita Y, Izumida H, Sugimoto S, Hayashi M (2009) Enzimas extracelulares produzidas por eucariotos marinhos, thraustochytrids. Biosci Biotechnol Biochem 73: 180–182

Ward OP, Singh A (2005) Ácidos graxos ômega-3/6: fontes alternativas de produção. Process Biochem 40: 3627–3652

Yokoyama R, Honda D (2007) Reorganização taxonômica do gênero Esquizochytrium sensu lato com base na morfologia, características quimiotaxonômicas e filogenia do gene 18S rRNA (Thraustochytriaceae, Labyrinthulomycetes): emenda para Esquizochytrium e ereção de Aurantiochytrium e Oblongichytrium gen. nov. Mycoscience 48: 199-211

Yokoyama R, Salleh B, Honda D (2007) Reorganização taxonômica do gênero Ulkenia sensu lato com base na morfologia, características quimiotaxonômicas e filogenia do gene 18 S rRNA (Thraustochytriaceae, Labyrinthulomycetes): emenda para Ulkenia e ereção de Botryochytrium, Parietichytrium, e Sicyoidochytrium gen. nov. Mycoscience 48: 329–341


Cientistas exploram novos sistemas de modelos experimentais para o avanço da biologia

Protistas marinhos conhecidos como thraustochytrids produzem carotenóides, que são responsáveis ​​por dar-lhes uma cor amarela a laranja. Os carotenóides são nutrientes essenciais para os animais, e de interesse biotecnológico para diversas aplicações. Os cientistas da EMS estão usando ferramentas genéticas para testar se um novo gene de thraustochytrid está envolvido na biossíntese de carotenóides. O que resulta da manipulação genética são as colônias brancas nessas placas - uma possível indicação do fenótipo de thraustochytrids sem carotenóides que ocorre quando o novo gene é inativado. Crédito: Mariana Rius

O tremendo avanço do conhecimento biológico básico veio da manipulação genética de organismos modelo para testar hipóteses mecanicistas. Mas a seleção de organismos modelo tradicionais disponíveis oferece uma visão limitada da diversidade biológica, o que significa que eles não podem ser usados ​​para investigar uma ampla faixa de processos novos e importantes. Agora, uma equipe internacional de cientistas, incluindo Jackie Collier, Ph.D., Professor Associado da Escola de Ciências Marinhas e Atmosféricas (SoMAS) da Stony Brook University, está investigando como manipular geneticamente uma variedade de protistas marinhos - organismos microscópicos comunicelulares que não são classificados como planta, animal ou fungo - para desenvolver novos modelos experimentais que possam ajudar a avançar o conhecimento científico em oceanografia e outras áreas das ciências biológicas.

A iniciativa, lançada em 2015, é chamada de Programa de Modelos Experimentais (SGA). Um artigo que descreve a diversidade e as implicações desses novos sistemas modelo, e a abordagem colaborativa incomum do programa EMS, está agora publicado em PLOS Biology.

"Nosso grupo criou novas ferramentas para manipular geneticamente uma variedade de protistas marinhos", disse Collier. "Esses protistas compreendem um grupo muito diverso de eucariotos unicelulares que são os principais componentes dos ecossistemas marinhos e cadeias alimentares - incluindo o fitoplâncton que realiza cerca de metade da fotossíntese nos oceanos e causa problemas nos sistemas costeiros, como proliferação de algas nocivas como o marrom maré - e por causa disso, podemos descobrir novos insights sobre a biologia básica com amplas implicações ecológicas. "

De acordo com os autores, o "programa EMS deu início a um novo impulso, progresso e recursos para superar o que muitos no campo da prostisologia marinha, ecologia e oceanografia reconheceram como um obstáculo significativo para a compreensão desses sistemas biológicos complexos e importantes."


Métodos

Análise de crescimento, consumo de glicose e ácido graxo

o Esquizochytrium sp. A cepa TIO01 usada neste estudo foi isolada anteriormente e depositada no China General Culture Collection Center (CGMCC no. 4603). Meio YPD modificado (glicose 40 g / L, extrato de levedura 15 g / L, peptona 5 g / L, pH 7,0) com uma salinidade equivalente a 50% da água do mar foi usado para a cultura Schizochytrium.

Análise de crescimento: Esquizochytrium foi cultivado durante a noite a 28 ° C em meio YPD e depois inoculado em meio fresco a 180 rpm e 28 ou 16 ° C. As amostras foram coletadas em determinados intervalos e a densidade óptica foi analisada a 650 nm. O kit de ensaio de glicose (GO) (Sigma, GAGO20-1KT) foi usado para analisar a concentração de glicose de acordo com o protocolo do fabricante. As amostras utilizadas para analisar os ácidos graxos foram cultivadas a 28 ° C ou 16 ° C e coletadas quando a DO650 atingiu aproximadamente 0,7. O conteúdo total de lipídios foi extraído de amostras liofilizadas de acordo com o método Bligh-Dyer [38] e analisado por um instrumento Agilent 7890B GC com H2 como o gás de arraste usando uma coluna Agilent J & ampW CP-Sil 88 (100 m × 0,25 mm i.d., 0,2 μm de espessura de filme Agilent Technologies). As condições de operação foram as seguintes: as temperaturas do injetor e do detector foram mantidas em 250 ° C e 260 ° C, respectivamente o programa de temperatura foi o seguinte: temperatura inicial 100 ° C por 5 min, aumentada de 8 ° C / min para 180 ° C e mantendo nesta temperatura por 9 min, seguido pelo aumento de 1 ° C / min para 230 ° C e mantendo nesta temperatura por 15 min. O gás portador era H2 com uma taxa de fluxo de 40 mL / min e a taxa de fluxo do gás detector foi de 40 mL / min para H2e 400 mL / min para o ar. A mistura FAME (C4-C24) consistindo em padrões de ácidos graxos foi adquirida da Sigma (cat. Nº 18919-1AMP).

Montagem, previsão e anotação do genoma

Preparação da amostra de sequenciamento do genoma: Esquizochytrium foi cultivado a 28 ° C e 180 rpm e coletado quando o OD650 atingiu aproximadamente 0,7. O DNA genômico total foi extraído e o sequenciamento shotgun do genoma completo foi realizado usando a plataforma de sequenciamento PacBio RS II ou Illumina PE250 no Beijing Genomic Institute (BGI, Shenzhen, China).

Preparação da amostra transcriptômica para predição do gene: 14 amostras foram cultivadas em 7 meios diferentes a 28 ou 16 ° C (os componentes do meio são mostrados no arquivo adicional 4: Tabela S4). A colheita foi realizada, respectivamente, quando o OD650 atingiu 0,7. O RNA total foi extraído e o sequenciamento em cada amostra foi realizado no BGISEQ-500 (PE100) ou na plataforma Illumina (PE150) no BGI, Shenzhen, China.

Montagem do genoma: Falcon [39] (fc_env_180425) foi usado para montar as leituras longas do PacBio várias vezes para produzir o contig N50 mais longo. Uma estratégia de polimento de duas etapas foi usada para melhorar a precisão. O polimento inicial foi executado pela Arrow usando leituras longas do PacBio, e o polimento corretivo posterior foi executado por Pilon-v1.22 [40] com leituras Illumina PE250 de alta precisão. SSPACE-LongRead-v1.1 [41] foi usado para construir um scaffold usando leituras PacBio maiores que 10.000 bp. Contigs montados por Platanus-v1.2.4 [42] usando leituras Illumina PE250 foram usados ​​para preencher as lacunas pelo GMcloser-v1.6.2 [43]. As leituras do Illumina PE250 e as leituras transcriptômicas foram analisadas por Bowtie2-v3.4.1 [44] e Histat2-v2.10 [45], respectivamente, para avaliar a integridade do genoma. BUSCO-v3.0 [25] (banco de dados: eukaryota_odb9) foi usado para avaliar a integridade do genoma.

Predição e anotação de genes: MAKER-v3.01.02 [46] foi usado para prever genes combinando resultados obtidos a partir de predição ab initio (AUGUSTUS-v3.3.1 [47] e SNAP-v2006-07-28 [48]), homologia de proteínas pesquisa (contra sequências de proteínas do banco de dados NCBI: Aurantiochytrium sp. FCC1311 (GCA_002897355.1), Blastocystis hominis (GCA_000151665.1), Fistulifera solaris (GCA_002217885.1), Achlya hypogyna (GCA_002081595.1), Phytophthora parasita (GCA_000247585.2), e Thalassiosira pseudonana (GCA_000149405.2) Proteínas previstas por FGENESH usando o Phaeodactylum tricornutum parâmetros também foram usados ​​como proteínas homólogas (https://www.softberry.com/berry.phtml?topic=fgenesh&group=programs&subgroup=gfind)) e transcriptômica (transcrições de 14 condições diversas foram geradas usando Trinity-v2.6.6 de novo montagem [49] e usado como evidência EST). Genes previstos foram anotados por alinhamento à sequência de proteína não redundante (Nr), Kyoto Encyclopedia of Genes and Genomes (KEGG), SwissProt, TrEMBL e bancos de dados InterPro usando a Basic Local Alignment Search Tool (BLAST) -v2.7.1 +, com um E -valor de corte de 1E-5. Os termos da Ontologia Genética (GO) foram atribuídos aos genes usando o pipeline BLAST2GO [50].

Rotulagem iTRAQ, LC – MS / MS e análise de dados

Marcação de iTRAQ e MS / MS: seis amostras foram cultivadas em meio YPD em duas temperaturas diferentes (28 e 16 ° C). Duas amostras foram coletadas quando o OD650 atingiu 0,7 a 28 ° C (28log), duas amostras foram coletadas quando o OD650 atingiu 0,7 a 16 ° C (16log) e duas amostras foram coletadas quando o OD650 atingiu 1,4 a 16 ° C (16sta). Após a sonicação celular, 100 μg das proteínas foram reduzidos com DTT 10 mM e alquilados com iodoacetamida 15 mM (IAM). As amostras foram digeridas a 37 ° C com solução de tripsina modificada de grau de sequenciação. Os peptídeos dessalinizados foram marcados com reagentes iTRAQ (kit 6-plex, Applied Biosystems, EUA) de acordo com o protocolo do fabricante para o kit iTRAQ 8-plex. As etiquetas 113 e 116 foram usadas para etiquetar 16log 114 e 117 foram usadas para etiquetar 16sta e 115 e 118 foram usadas para etiquetar 28log. A mistura de peptídeos marcados com iTRAQ foi dissolvida e separada em 20 frações, e cada fração foi carregada por um amostrador automático em uma coluna trap C18 de 2 cm com tampão A (5% ACN, 0,1%, FA, com um gradiente linear de 5 a 35%) e tampão B (98% ACN, 0,1% FA) a uma taxa de fluxo de 300 nL / min, seguido por uma lavagem com até 80% de tampão B. Peptídeos intactos foram detectados em um instrumento Thermo Q-Exactive Orbitrap em uma resolução de 70.000. A voltagem de eletropulverização aplicada foi de 1,6 kV. O alvo AGC era 3e-6 para MS total e 1e-5 para MS2. Para varreduras de MS, o intervalo de varredura m / z foi de 350 a 2000 Da.

Análise de dados do iTRAQ: os dados de MS / MS foram processados ​​usando MaxQuant (v. 1.5.3.8). Os espectros de massa em tandem foram pesquisados ​​contra o Esquizochytrium banco de dados de proteínas, que contém proteínas previstas pela genômica e novas proteínas previstas pela transcriptômica. A especificidade da enzima foi definida como clivagem total por tripsina, com dois locais de clivagem perdidos máximos permitidos. As tolerâncias de massa do íon precursor e fragmento foram de 5 ppm e 0,02 Da, respectivamente. Os estados carregados do precursor permitidos variaram de 1 a 5. Carbamidometilação (Cys), iTRAQ 8plex (K) e iTRAQ 8plex (N-term) foram definidos como modificações fixas, enquanto a oxidação (Met) e acetilação (proteína N-terminal) foram definidos como modificações variáveis. Para todos os experimentos, apenas peptídeos únicos foram considerados para a quantificação de proteínas. Os limites estimados da taxa de descoberta falsa (FDR) para peptídeos e proteínas foram especificados em no máximo 1%. O comprimento mínimo do peptídeo foi estabelecido em 6.

Preparação da amostra transcriptômica e validação q-PCR

Preparação de amostras transcriptômicas para análise da expressão gênica em duas condições de cultura diferentes: seis amostras foram cultivadas a 28 e 16 ° C em meio YPD. A colheita foi realizada quando o OD650 atingiu aproximadamente 0,7. O RNA total foi extraído e o sequenciamento de cada amostra foi realizado na plataforma Illumina (PE150) em BGI, Shenzhen, China. Os dados foram analisados ​​usando o pipeline Hisat2-StringTie [45].


Reconhecimentos

Os autores gostariam de agradecer a Sveaskog, da Suécia, por fornecer os chips de abeto que foram usados ​​neste estudo e ao Bio4 Energy, um ambiente de pesquisa estratégica indicado pelo governo sueco, por apoiar este trabalho. Gostaríamos de agradecer a Kentaro Umeki e Albert Bach Oller, da Engenharia de Energia, Divisão de Ciência da Energia, Departamento de Ciências da Engenharia e Matemática, Universidade de Tecnologia de Luleå, Luleå, Suécia, por fornecerem o aparelho GC-FID. Financiamento de acesso aberto fornecido pela Lulea University of Technology.


Referências

Arafiles KHV, Alcantara JCO, Cordero PRF, Batoon JAL, Galura FS, Leao EM, Dedeles GR (2011) Otimização cultural de thraustochytrids para biomassa e produção de ácidos graxos. Mycosphere 2: 521-531

Armenta RE, Burja A, Radianingtyas H, Barrow CJ (2006) Avaliação crítica de várias técnicas para a extração de carotenóides e coenzima Q10 da cepa de thraustochytrid ONC-T18. J Agric Food Chem 54: 9752-9758

ASTM DJAI, (2012) Especificação padrão para estoque de mistura de biodiesel (B100) para combustíveis destilados médios .ASTM International, West Conshohocken

Balint S, Reczey J, Somorai Z, Kadar Z, Dienes D, Reczey K (2009) Sorgo doce como matéria-prima para a produção de etanol: hidrólise enzimática de bagaço pré-tratado com vapor. Appl Biochem Biotechnol 153: 151-162

Bahnweg G (1979) Studies on the physiology of the Thraustochytriales. II. Nutrição de carbono de Thraustochytrium spp., Esquizochytrium sp., Japonochytrium sp., Ulkenia spp. e Labirintuloides spp. Veröff Inst Meeresforsch Bremerh 17: 269-273

Bowles R, Hunt A, Bremer G, Duchars M, Eaton R (1999) Long-chain n−3 polyunsaturated fatty acid production by members of the marine protistan group the thraustochytrids: screening of isolates and optimisation of docosahexaenoic acid production. J Biotechnol 70:193–202

Byreddy AR, Gupta A, Barrow CJ, Puri M (2015) Comparison of cell disruption methods for improving lipid extraction from thraustochytrid strains. Mar Drugs 13:5111–5127

Byreddy AR, Barrow CJ, Puri M (2016) Bead milling for lipid recovery from thraustochytrid cells and selective hydrolysis of Schizochytrium DT3 oil using lipase. Bioresour Technol 200:464–469

Byreddy AR, Rao NM, Barrow CJ, Puri M (2017) Evaluation of cell disruption method for lipase extraction from novel thraustochytrids. Algal Res 25:62–67

Caamaño E, Loperena L, Hinzpeter I, Pradel P, Gordillo F, Corsini G, Tello M, Lavín P, González AR (2017) Isolation and molecular characterization of Thraustochytrium strain isolated from Antarctic Peninsula and its biotechnological potential in the production of fatty acids. Braz J Microbiol 48:671–679

Chandrasekaran K, Roy RK, Chadha A (2018) Docosahexaenoic acid production by a novel high yielding strain of Thraustochytrium sp. of Indian origin: Isolation and bioprocess optimization studies. Algal Res 32:93–100

Chang KJL, Dunstan GA, Abell GCJ, Clementson LA, Blackburn SI, Nichols PD, Koutoulis A (2012) Biodiscovery of new Australian thraustochytrids for production of biodiesel and long-chain omega-3 oils. Appl Microbiol Biotechnol 93:2215–2231

Chang KJL, Dumsday G, Nichols PD, Dunstan GA, Blackburn SI, Koutoulis A (2013) High cell density cultivation of a novel Aurantiochytrium sp. strain TC 20 in a fed-batch system using glycerol to produce feedstock for biodiesel and omega-3 oils. Appl Microbiol Biotechnol 97:6907–6918

Chang KJL, Nichols CM, Blackburn SI, Dunstan GA, Koutoulis A, Nichols PD (2014) Comparison of thraustochytrids Aurantiochytrium sp., Schizochytrium sp., Thraustochytrium sp., and Ulkenia sp for production of biodiesel, long-chain omega-3 oils, and exopolysaccharide. Mar Biotechnol 16:396–411

Chen CY, Yang YT (2018) Combining engineering strategies and fermentation technology to enhance docosahexaenoic acid (DHA) production from an indigenous Thraustochytrium sp BM2 strain. Biochem Eng J 133:179–185

Chen GQ, Fan KW, Lu FP, Li QA, Aki T, Chen F, Jiang Y (2010) Optimization of nitrogen source for enhanced production of squalene from thraustochytrid Aurantiochytrium sp. New Biotechnol 27:382–389

Chen C-L, Chang J-S, Lee D-J (2015) Dewatering and drying methods for microalgae. Dry Technol 33:443–454

Chen W, Zhou PP, Zhu YM, Xie C, Ma L, Wang XP, Bao ZD, Yu LJ (2016) Improvement in the docosahexaenoic acid production of Schizochytrium sp S056 by replacement of sea salt. Bioprocess Biosyst Eng 39:315–321

Chi ZY, Pyle D, Wen ZY, Frear C, Chen SL (2007) A laboratory study of producing docosahexaenoic acid from biodiesel-waste glycerol by microalgal fermentation. Process Biochem 42:1537–1545

de Mendoza D, Cronan JE Jr (1983) Thermal regulation of membrane lipid fluidity in bacteria. Trends Biochem Sci 8:49–52

Ganuza E, Anderson AJ, Ratledge C (2008) High-cell-density cultivation of Schizochytrium sp in an ammonium/pH-auxostat fed-batch system. Biotechnol Lett 30:1559–1564

Goto M, Kanda H, Machmudah S (2015) Extraction of carotenoids and lipids from algae by supercritical CO2 and subcritical dimethyl ether. J Supercrit Fluids 96:245–251

Granata T (2017) Dependency of microalgal production on biomass and the relationship to yield and bioreactor scale-up for biofuels: a statistical analysis of 60+ years of algal bioreactor data. BioEnerg Res 10:267–287

Haagsma N, Van Gent C, Luten J, De Jong R, Van Doorn E (1982) Preparation of an ω3 fatty acid concentrate from cod liver oil. J Am Oil Chem Soc 59:117–118

Halim R, Harun R, Danquah MK, Webley PA (2012) Microalgal cell disruption for biofuel development. Appl Energy 91:116–121

Harris J, Viner K, Champagne P, Jessop PG (2018) Advances in microalgal lipid extraction for biofuel production: a review. Biofuels Bioprod Biorefin 12:1118–1135

Hinzpeter I, Quilodran B, Stead R, Trujillo L, Vidal J, Shene C (2009) Isolation of thraustochytrid strains in the coastal zone of Puerto Montt, Chile and evaluation of docosahexaenoic acid (22:6n-3, DHA) production. Afinidad 66:482–487

Ho S-H, Chen C-Y, Chang J-S (2012) Effect of light intensity and nitrogen starvation on CO2 fixation and lipid/carbohydrate production of an indigenous microalga Scenedesmus obliquus CNW-N. Bioresour Technol 113:244–252

Huang J, Aki T, Yokochi T, Nakahara T, Honda D, Kawamoto S, Shigeta S, Ono K, Suzuki O (2003) Grouping newly isolated docosahexaenoic acid-producing thraustochytrids based on their polyunsaturated fatty acid profiles and comparative analysis of 18S rRNA genes. Mar Biotechnol 5:450–457

Humhal T, Kastanek P, Jezkova Z, Cadkova A, Kohoutkova J, Branyik T (2017) Use of saline waste water from demineralization of cheese whey for cultivation of Schizochytrium limacinum PA-968 and Japonochytrium marinum AN-4. Bioprocess Biosyst Eng 40:395–402

Jain R, Raghukumar S, Chandramohan D (2004) Enhancement of the production of the polyunsaturated fatty acid, docosahexaenoic acid, in thraustochytrid protists. Mar Biotechnol 6:S59-S65

Jakobsen AN, Aasen IM, Josefsen KD, Strom AR (2008) Accumulation of docosahexaenoic acid-rich lipid in thraustochytrid Aurantiochytrium sp strain T66: effects of N and P starvation and O2 limitation. Appl Microbiol Biotechnol 80:297–306

Jaseera KV, Kaladharan P, Vijayan KK, Sandhya SV, Antony ML, Pradeep MA (2019) Isolation and phylogenetic identification of heterotrophic thraustochytrids from mangrove habitats along the southwest coast of India and prospecting their PUFA accumulation. J Appl Phycol 31:1057–1068

Joannes C, Sipaut CS, Dayou J, Yasir SM, Mansa RF (2015) The potential of using pulsed electric field (PEF) technology as the cell disruption method to extract lipid from microalgae for biodiesel production. Int J Renew Energy Res 5:598–621

Ju J-H, Oh B-R, Ko D-J, Heo S-Y, Lee J-J, Kim Y-M, Yang K, Seo J-W, Hong W-K, Kim C-H (2019) Boosting productivity of heterotrophic microalgae by efficient control of the oxygen transfer coefficient using a microbubble sparger. Algal Res 41:101474

Juntila DJ, Yoneda K, Suzuki I (2018) Identification of extracellular proteins from Aurantiochytrium sp. 18 W-13a. J Appl Phycol 30:63–69

Leano EM (2001) Straminipilous organisms from fallen mangrove leaves from Panay Island, Philippines. Fungal Divers 6:75–81

Leano EM, Gapasin RSJ, Polohan B, Vrijmoed LLP (2003) Growth and fatty acid production of thraustochytrids from Panay mangroves, Philippines. Fungal Divers 12:111–122

Leckie F, Scragg AH, Cliffe KC (1991) Effect of bioreactor design and agitator speed on the growth and alkaloid accumulation by cultures of Catharanthus roseus. Enzyme Microb Tech 13:296–305

Lee Chang KJ, Rye L, Dunstan GA, Grant T, Koutoulis A, Nichols PD, Blackburn SI (2015) Life cycle assessment: heterotrophic cultivation of thraustochytrids for biodiesel production. J Appl Phycol 27:639–647

Lee J-Y, Yoo C, Jun S-Y, Ahn C-Y, Oh H-M (2010) Comparison of several methods for effective lipid extraction from microalgae. Bioresour Technol 101:S75–S77

Lewis TE, Nichols PD, McMeekin TA (1999) The biotechnological potential of thraustochytrids. Mar Biotechnol 1:580–587

Leyland B, Leu S, Boussiba S (2017) Are thraustochytrids algae? Fungal Biol 121:835–840

Liang YN, Sarkany N, Cui Y, Yesuf J, Trushenski J, Blackburn JW (2010) Use of sweet sorghum juice for lipid production by Schizochytrium limacinum SR21. Bioresour Technol 101:3623–3627

Lippmeier JC, Crawford KS, Owen CB, Rivas AA, Metz JG, Apt KE (2009) Characterization of both polyunsaturated fatty acid biosynthetic pathways in Schizochytrium sp. Lipids 44:621–630

Liu Y, Singh P, Sun Y, Luan SJ, Wang GY (2014) Culturable diversity and biochemical features of thraustochytrids from coastal waters of Southern China. Appl Microbiol Biotechnol 98:3241–3255

Lowrey J, Armenta RE, Brooks MS (2016a) Sequential recycling of enzymatic lipid-extracted hydrolysate in fermentations with a thraustochytrid. Bioresour Technol 209:333–342

Lowrey J, Brooks MS, Armenta RE (2016b) Nutrient recycling of lipid-extracted waste in the production of an oleaginous thraustochytrid. Appl Microbiol Biotechnol 100:4711–4721

Ma Z, Tan Y, Cui G, Feng Y, Cui Q, Song X (2015) Transcriptome and gene expression analysis of DHA producer Aurantiochytrium under low temperature conditions. Sci Rep 5:14446

Mahmood WMAW, Theodoropoulos C, Gonzalez-Miquel M (2017) Enhanced microalgal lipid extraction using bio-based solvents for sustainable biofuel production. Green Chem 19:5723–5733

Marchan LF, Chang KJL, Nichols PD, Polglase JL, Mitchell WJ, Gutierrez T (2017) Screening of new British thraustochytrids isolates for docosahexaenoic acid (DHA) production. J Appl Phycol 29:2831–2843

Marchan LF, Chang KJL, Nichols PD, Mitchell WJ, Polglase JL, Gutierrez T (2018) Taxonomy, ecology and biotechnological applications of thraustochytrids: a review. Biotechnol Adv 36:26–46

Montalescot V, Rinaldi T, Touchard R, Jubeau S, Frappart M, Jaouen P, Bourseau P, Marchal L (2015) Optimization of bead milling parameters for the cell disruption of microalgae: process modeling and application to Porphyridium cruentum e Nannochloropsis oculata. Bioresour Technol 196:339–346

Ou MC, Yeong HY, Pang KL, Phang SM (2016) Fatty acid production of tropical thraustochytrids from Malaysian mangroves. Bot Mar 59:321–338

Park H, Kwak M, Seo J, Ju J, Heo S, Park S, Hong W (2018) Enhanced production of carotenoids using a thraustochytrid microalgal strain containing high levels of docosahexaenoic acid-rich oil. Bioprocess Biosyst Eng 41:1355–1370

Porter D (1969) Ultrastructure of Labyrinthula. Protoplasma 67:1–19

Pourmortazavi SM, Hajimirsadeghi SS (2007) Supercritical fluid extraction in plant essential and volatile oil analysis. J Chromatogr A 1163:2–24

Qu L, Ren LJ, Huang H (2013a) Scale-up of docosahexaenoic acid production in fed-batch fermentation by Schizochytrium sp based on volumetric oxygen-transfer coefficient. Biochem Eng J 77:82–87

Qu L, Ren LJ, Sun GN, Ji XJ, Nie ZK, Huang H (2013b) Batch, fed-batch and repeated fed-batch fermentation processes of the marine thraustochytrid Schizochytrium sp for producing docosahexaenoic acid. Bioprocess Biosyst Eng 36:1905–1912

Quilodran B, Hinzpeter I, Quiroz A, Shene C (2009) Evaluation of liquid residues from beer and potato processing for the production of docosahexaenoic acid (C22:6n-3, DHA) by native thraustochytrid strains. World J Microbiol Biotechnol 25:2121–2128

Raghukumar S (2002) Ecology of the marine protists, the Labyrinthulomycetes (Thraustochytrids and Labyrinthulids). Eur J Protistol 38:127–145

Raghukumar S (2008) Thraustochytrid marine protists: production of PUFAs and other emerging technologies. Mar Biotechnol 10:631–640

Ratledge C (1991) Microorganisms for lipids. Acta Biotechnol 11:429–438

Ratledge C (2004) Fatty acid biosynthesis in microorganisms being used for single cell oil production. Biochimie 86:807–815

Romari K, Le Monnier A, Rols C, Merlet C, Pagliardini J, Calleja P, Gudin C (2016) Production of astaxanthin and docosahexaenoic acid in mixotrophic mode using Schizochytrium. EP Patent 28225631

Sander K, Murthy GS (2010) Life cycle analysis of algae biodiesel. Int J Life Cycle Assess 15:704–714

Sati H, Mitra M, Mishra S, Baredar P (2019) Microalgal lipid extraction strategies for biodiesel production: A review. Algal Res 38:101413

Shabala L, McMeekin T, Shabala S (2009) Osmotic adjustment and requirement for sodium in marine protist thraustochytrid. Environ Microbiol 11:1835–1843

Shahidi F, Wanasundara UN (1998) Omega-3 fatty acid concentrates: nutritional aspects and production technologies. Trends Food Sci Technol 9:230–240

Shimada Y, Sugihara A, Tominaga Y (2001) Enzymatic purification of polyunsaturated fatty acids. J Biosci Bioeng 91:529–538

Simopoulos AP (1989) Summary of the NATO advanced research workshop on dietary omega-3 and omega-6 fatty-acids - biological effects and nutritional essentiality. J Nutr 119:521–528

Singh A, Wilson S, Ward O (1996) Docosahexaenoic acid (DHA) production by Thraustochytrium sp. ATCC 20892. World J Microbiol Biotechnol 12:76–81

Sun X, Cao Y, Xu H, Liu Y, Sun J, Qiao D, Cao Y (2014) Effect of nitrogen-starvation, light intensity and iron on triacylglyceride/carbohydrate production and fatty acid profile of Neochloris oleoabundans HK-129 by a two-stage process. Bioresour Technol 155:204–212

Sun X-M, Geng L-J, Ren L-J, Ji X-J, Hao N, Chen K-Q, Huang H (2018) Influence of oxygen on the biosynthesis of polyunsaturated fatty acids in microalgae. Bioresour Technol 250:868–876

Tang S, Qin C, Wang H, Li S, Tian S (2011) Study on supercritical extraction of lipids and enrichment of DHA from oil-rich microalgae. J Supercrit Fluids 57:44–49

Taoka Y, Nagano N, Okita Y, Izumida H, Sugimoto S, Hayashi M (2009) Influences of culture temperature on the growth, lipid content and fatty acid composition of Aurantiochytrium sp. strain mh0186. Mar Biotechnol 11:368–374

Taoka Y, Nagano N, Okita Y, Izumida H, Sugimoto S, Hayashi M (2011) Effects of cold shock treatment on total lipid content and fatty acid composition of Aurantiochytrium limacinum strain mh0186. J Oleo Sci 60:217–220

Ugalde V, Armenta RE, Kermanshahi-pour A, Sun Z, Berryman KT, Brooks MS (2018) Improvement of culture conditions for cell biomass and fatty acid production by marine thraustochytrid F24-2. J Appl Phycol 30:329–339

Wang C, Lan CQ (2018) Effects of shear stress on microalgae–a review. Biotechnol Adv 36:986–1002

Wang D, Li Y, Hu X, Su W, Zhong M (2015) Combined enzymatic and mechanical cell disruption and lipid extraction of green alga Neochloris oleoabundans. Int J Mol Sci 16:7707–7722

Wang Q, Sen B, Liu X, He Y, Xie Y, Wang G (2018) Enhanced saturated fatty acids accumulation in cultures of newly-isolated strains of Schizochytrium sp. e Thraustochytriidae sp. for large-scale biodiesel production. Sci Total Environ 631:994–1004

Wang Q, Ye H, Xie Y, He Y, Sen B, Wang G (2019) Culturable diversity and lipid production profile of labyrinthulomycete protists isolated from coastal mangrove habitats of China. Mar Drugs 17:268

Ward OP, Singh A (2005) Omega-3/6 fatty acids: alternative sources of production. Process Biochem 40:3627–3652

Wong MKM, Tsui CKM, Au DWT, Vrijmoed LLP (2008) Docosahexaenoic acid production and ultrastructure of the thraustochytrid Aurantiochytrium mangrovei MP2 under high glucose concentrations. Mycoscience 49:266–270

Xie YX, Sen B, Wang GY (2017) Mining terpenoids production and biosynthetic pathway in thraustochytrids. Bioresour Technol 244:1269–1280

Yaguchi T, Tanaka S, Yokochi T, Nakahara T, Higashihara T (1997) Production of high yields of docosahexaenoic acid by Schizochytrium sp. strain SR21. J Am Oil Chem Soc 74:1431–1434

Yang HL, Lu CK, Chen SF, Chen YM, Chen YM (2010) Isolation and characterization of Taiwanese heterotrophic microalgae: screening of strains for docosahexaenoic acid (DHA) production. Mar Biotechnol 12:173–185

Yokochi T, Honda D, Higashihara T, Nakahara T (1998) Optimization of docosahexaenoic acid production by Schizochytrium limacinum SR21. Appl Microbiol Biotechnol 49:72–76

Zhang L, Zhao H, Lai Y, Wu J, Chen H (2013) Improving docosahexaenoic acid productivity of Schizochytrium sp. by a two-stage AEMR/shake mixed culture mode. Bioresour Technol 142:719–722


Ecological dynamics and biotechnological implications of thraustochytrids from marine habitats

Thraustochytrids, a group of osmoheterotrophic marine protists, have recently gained increased attention owing to their spectacular biotechnological potentials. They possess enormous capability of producing omega-3 (ω-3) polyunsaturated fatty acids (PUFAs) such as docosahexaenoic acid (DHA), eicosapentaenoic acid (EPA), and several other bioactive metabolites, known to have nutritional implications in human health. They have emerged lately as an efficient economic alternative compared with other fish and algal oil sources by virtue of their simpler PUFA profiles and cost-effective culture conditions. This review is an attempt to summarize the ecological significance of thraustochytrids with an emphasis on their cultured and uncultured diversity from various marine habitats accounted during the last few decades. Moreover, improved technologies such as media optimization in conjugation with metabolic engineering, adopted for biotechnological advancement of ω-3 products of thraustochytrids are highlighted with particular concern on the respective fatty acid biosynthetic pathways. One of the future prospects focuses on utilization of thraustochytrids for biodiesel production owing to their tremendous potentiality of yielding low carbon monounsaturated fatty acids (LC-MUFAs). However, there is utmost need of in-depth diversity assessments from various oceanic ecosystems in order to gain insight on potential thraustochytrids for ameliorated employment toward biotechnological applications.

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Thraustochytrid Marine Protists: Production of PUFAs and Other Emerging Technologies

Thraustochytrids, the heterotrophic, marine, straminipilan protists, are now established candidates for commercial production of the omega-3 polyunsaturated fatty acid (ω-3 PUFA), docosahexaenoic acid (DHA), that is important in human health and aquaculture. Extensive screening of cultures from a variety of habitats has yielded strains that produce at least 50% of their biomass as lipids, and DHA comprising at least 25% of the total fatty acids, with a yield of at least 5 g L −1 . Most of the lipids occur as triacylglycerols and a lesser amount as phospholipids. Numerous studies have been carried out on salinity, pH, temperature, and media optimization for DHA production. Commercial production is based on a fed batch method, using high C/N ratio that favors lipid accumulation. Schizochytrium DHA is now commercially available as nutritional supplements for adults and as feeds to enhance DHA levels in larvae of aquaculture animals. Thraustochytrids are emerging as a potential source of other PUFAs such as arachidonic acid and oils with a suite of PUFA profiles that can have specific uses. They are potential sources of asataxanthin and carotenoid pigments, as well as other lipids. Genes of the conventional fatty acid synthesis and the polyketide-like PUFA synthesis pathways of thraustochytrids are attracting attention for production of recombinant PUFA-containing plant oils. Future studies on the basic biology of these organisms, including biodiversity, environmental adaptations, and genome research are likely to point out directions for biotechnology explorations. Potential areas include enzymes, polysaccharides, and secondary metabolites.

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